بررسی بیان نسبی ژن هم‌ساخت (هومولوگ) AP1 در اندام‌های مختلف خردل سیاه (Brassica nigra L.): اثر هیدروژن سولفید (H2S) بر تحریک گل‌دهی و بیان ژن

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 استاد، گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران

2 دانشجوی دکتری سلولی و تکوینی گیاهی، گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران

3 دانش‌آموخته کارشناسی ارشد سلولی و تکوینی گیاهی، گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان

چکیده

هدف: ژن APETALA1 (AP1) در پیشبرد مرحله‌ی گذر از مرحله رویشی به زایشی و نیز تعیین هویت مریستم گل نقش مهمی ایفا می‌کند. این پژوهش با هدف بررسی بیان نسبی این ژن در گیاه خردل سیاه (Brassica nigra L.) انجام شد. همچنین اثر هیدروژن سولفید بر گل‌دهی و بیان نسبی ژن AP1 نیز مورد بررسی قرار گرفت.
مواد و روش‌ها: RNA کل از نمونه‌های مورد آزمایش، استخراج و برای ساخت cDNA استفاده گردید. آغازگرهای اختصاصی براساس هم‌راستایی توالی ژن‌های هم‌ساخت AP1 در گیاهان هم‌خانواده، طراحی و برای واکنش RT-PCR مورد استفاده قرار گرفتند. میزان بیان نسبی ژن در مرحله زایشی در اندام‌های مختلف از قبیل ریشه‌، ساقه، برگ، غنچه گل، کاسبرگ، گلبرگ، پرچم و مادگی مطالعه و بررسی شد. اثر سدیم هیدروژن سولفید (NaHS) نیز بر گل‌دهی و میزان نسبی بیان ژن AP1 در مراحل مختلف نموی در شاخساره رویشی، شاخساره زایشی و غنچه گل بررسی شد. شدت بیان با نرم‌افزار ImageJ اندازه‌گیری و داده‌ها با آنالیز آماری ANOVA و آزمون دانکن با سطح اطمینان 95 درصد مقایسه شدند.
نتایج: بررسی بیان نسبی ژن AP1 در اندام‌های مختلف گیاه خردل سیاه در مرحله زایشی حاکی از بیان آن در غنچه‌ی گل، کاسبرگ، گلبرگ و برگ و عدم بیان آن در ریشه، ساقه، پرچم و مادگی بود. همچنین بررسی بیان نسبی ژن AP1 در نمونه‌های تحت تیمار NaHS نسبت به گروه شاهد نشان داد که آغاز بیان ژن AP1 و در نتیجه مرحله‌ی گذر به گل‌دهی، در گیاهان تحت تیمار سولفید هیدروژن سریع‌تر انجام می‌شود و گیاهان تیمار شده دارای دوره‌ی رویشی کوتاه‌تری هستند (حدود هشت روز زودتر وارد مرحله زایشی شدند). مقایسه‌ی بیان نسبی ژن ‌AP1 در شاخساره‌های رویشی، شاخساره‌های زایشی و غنچه گل، در مراحل نموی یکسان تفاوت معنی‌داری نشان نداد اما میزان بیان در زمان‌های یکسان نمونه‌برداری، بیان بالاتر آن را در نمونه‌های تیمار شده نشان داد بطوری که تا روز بیستم که گیاهان تیمار به مرحله تشکیل گل رسیدند هیچ بیانی در نمونه‌های شاهد مشاهده نشد.
نتیجه‌گیری: الگوی بیان نسبی ژن AP1 طی مراحل نموی و افزایش آن در مرحله زایشی، می‌تواند تأییدکننده‌ی نقش این ژن در فرآیند گل‌دهی باشد. NaHS سبب تحریک گل‌دهی شد و در یک چرخه زندگی 35 روزه، گیاهان تیمار شده، هشت روز زودتر وارد مرحله زایشی شدند. بنابراین، تیمار NaHS، با کوتاه کردن دوره‌ی رویشی، بیان زودرس ژن AP1 و در نتیجه گل‌دهی زودرس را تحریک کرد.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Investigating relative expression of AP1 homologous in different organs of black mustard (Brassica nigra L.): The effect of hydrogen sulfide (H2S) on flower stimulation and gene expression

نویسندگان [English]

  • Farkhondeh Rezanejad 1
  • Farzad Ganjalikhani Hakemi 2
  • Azadeh Rafie 3
1 Department of Biology, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran
2 Department of Biology, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran
3 Department of Biology, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran
چکیده [English]

Objective
APETALA1 (AP1) gene plays an important role in promoting transition from vegetative to reproductive phase and determining the flower meristem identity. This research was conducted to investigate the AP1 relative expression in the black mustard plant (Brassica nigra L.). Also, the effect of hydrogen sulfide on flowering and its relative expression was investigated.
Materials and methods
Total RNA was extracted from the collected samples and used to make cDNA. Specific primers were designed and used for RT-PCR reaction based on the sequence alignment of AP1 homologous genes in plants of the same family. The relative expression of AP1 was studied in the reproductive phase in different organs such as root, stem, leaf, flower bud, sepal, petal, stamen and pistil. In addition, the effect of NaHS on flowering and relative gene expression in different developmental stages in vegetative shoots, generative shoots and flower buds was investigated. The intensity of expression was measured with ImageJ software and the data were compared with ANOVA statistical analysis and Duncan's test with a confidence factor of 95%.
 
 
Results
Studies of the relative expression of AP1 gene in different organs of the black mustard in the generative phase indicated that this gene is expressed in flower bud, sepal, petal and leaf, but no expression was observed in the root, stem, stamen and pistil. Also, its relative expression in samples treated with NaHS compared with the control group showed that the beginning of AP1 gene expression and consequently the transition to flowering is faster and earlier in plants treated with hydrogen sulfide. Thus, the treated plants had a shorter life cycle and flowered 8 days earlier. The comparison of its expression in vegetative shoots, reproductive shoots and flower buds did not show any significant difference in the same developmental stages, but expression higher levels was observed at the same sampling times in the treated samples compared with controls. No expression was observed in the control samples at the periods that the treated samples showed high expression and were in generative phase and flowering.
Conclusions
The relative expression of AP1 gene during developmental stages and its increase in the reproductive stage can confirm its role in the flowering process. NaHS induced flowering and in a 35-day life cycle, treated plants entered the reproductive phase 8 days earlier. Therefore, NaHS treatment, by shortening the vegetative period, stimulated the precocious expression of AP1 gene and consequently its flowering.

کلیدواژه‌ها [English]

  • AP1
  • Brassica nigra
  • Flowering
  • Hydrogen sulfide
  • PCR

مراجع

رفیعی آزاده، رضانژاد فرخنده (1394) شناسایی، توالی‌یابی و تعیین پروتئین استنباطی ژن هم‌ساخت APETALA1 (AP1) در خردل سیاه (Brassica nigra). زیست‌شناسی تکوینی 7(3)، 1-8.
زرگری علی (1376) گیاهان دارویی. انتشارات دانشگاه تهران. جلد 1 صفحه 226.
شکیب علی‌محمد، اینزورث چهرلز (1389) بررسی بیان چهار همسانه ژنی عضو خانواده MADS-box در گیاه دوپایه ترشک (Rumex acetosa L.) مجله بیوتکنولوژی کشاورزی 1(1)، 1-18.
گنجعلیخانی حاکمی فرزاد، رضانژاد فرخنده، اسدی خانوکی محسن (1399) شناسایی و بررسی بیان ژن هم‌ساخت CURLY LEAF طی مراحل نموی اندام‌های رویشی و زایشی در خردل سیاه (Brassica nigra L.). پژوهش‌های سلولی و مولکولی (مجله زیست‌شناسی ایران) 33(3)، 456–467.
References
Alejandra Mandel M, Gustafson-Brown C, Savidge B, et al. (1992) Molecular characterization of the Arabidopsis floral homeotic gene APETALA1. Nature 360(6401), 273–277.
Álvarez C, Calo L, Romero LC, et al. (2010) An O-Acetylserine(thiol)lyase Homolog with l-Cysteine Desulfhydrase Activity Regulates Cysteine Homeostasis in Arabidopsis. Plant Physiol 152(2), 656–669.
Amasino R (2010) Seasonal and developmental timing of flowering. Plant J 61(6), 1001–1013.
Aroca A, Gotor C, Romero LC (2018) Hydrogen sulfide signaling in plants: emerging roles of protein persulfidation. Front Plant Sci 9, 1369.
Benlloch R, Kim MC, Sayou C, et al. (2011) Integrating long-day flowering signals: A LEAFY binding site is essential for proper photoperiodic activation of APETALA1. Plant J 67(6), 1094–1102.
Chen J, Wu FH, Wang WH, et al. (2011) Hydrogen sulphide enhances photosynthesis through promoting chloroplast biogenesis, photosynthetic enzyme expression, and thiol redox modification in Spinacia oleracea seedlings. J Exp Bot 62(13), 4481–4493.
Fang T, Cao Z, Li J, et al. (2014) Auxin-induced hydrogen sulfide generation is involved in lateral root formation in tomato. Plant Physiol Biochem 76, 44–51.
Fotopoulos V, Christou A, Manganaris G (2013) Hydrogen sulfide as a potent regulator of plant responses to abiotic stress factors. In: Molecular Approaches in Plant Abiotic Stress. CRC Press pp. 353–373.
Ganjalikhani Hakemi F, Rezanejad F, Asadi Khanouki M (2020) Identification and the survey of gene expression CURLY LEAF homologous during developmental stages in vegetative and reproductive organs of Brassica nigra L. Cell Mol Res (IJBio) 33(3), 456–467 (In Persian).
Guo JL, Yang Q (2008) Molecular cloning and expression analysis of a LFY homologous gene from potato. Plant Mol Biol Rep 26(4), 324–334.
Gustafson-Brown C, Savidge B, Yanofsky M (1994) Regulation of the Arabidopsis floral homeotic gene APETALA1. Cell 76(1), 131–143.
Irish VF (2010) The flowering of Arabidopsis flower development. Plant J 61(6), 1014–1028.
Jin Z, Shen J, Qiao Z, et al. (2011) Hydrogen sulfide improves drought resistance in Arabidopsis thaliana. Biochem Biophys Res Commun 414(3), 481–486.
Kaufmann K, Wellmer F, Muiñ JM, et al. (2010) Orchestration of floral initiation by APETALA1. Science 328(5974), 85–89.
Leijten W, Koes R, Roobeek I, et al. (2018) Translating Flowering Time from Arabidopsis thaliana to Brassicaceae and Asteraceae Crop Species. Plants 7(4), 111.
Ma X, Zhang Liping, Pei Z, et al. (2021) Hydrogen sulfide promotes flowering in heading Chinese cabbage by S-sulfhydration of BraFLCs. Hortic Res 8(1), 1–11.
Micol-Ponce R, Sarmiento-Mañús R, Ruiz-Bayón A, et al. (2018) Arabidopsis RIBOSOMAL RNA PROCESSING7 Is Required for 18S rRNA Maturation. Plant Cell 30(11), 2855.
Mishra V, Singh P, Tripathi DK, et al. (2021) Nitric oxide and hydrogen sulfide: an indispensable combination for plant functioning. Trends Plant Sci 26(12), 1270–1285.
Okamoto T, Okabe S (2000) Ultraviolet absorbance at 260 and 280 nm in RNA measurement is dependent on measurement solution. Int J Mol Med 5(6), 657–659.
Ó’Maoiléidigh DS, Graciet E, Wellmer F (2014) Gene networks controlling Arabidopsis thaliana flower development. New Phytol 201(1), 16–30.
Peer LA, Bhat MY, Ahmad N, et al. (2021) Floral induction pathways: Decision making and determination in plants to flower-A comprehensive review. J Appl Biol Biotechnol 9(2), 7–17.
Rafie A, Rezanejad F (2015) Identification, sequencing and determination of deduce protein APETALA1 (AP1) homologous gene in Brassica nigra. Dev Biol 7(3), 1–8 (In Persian).
Rajamurugan R, Selvaganabathy N, Kumaravel S, et al. (2012) Polyphenol contents and antioxidant activity of Brassica nigra (L.) Koch. leaf extract. Nat Prod Res 26(23), 2208–2210.
Sambrook J, Russell D, Sambrook J (2006) The condensed protocols: from molecular cloning: a laboratory manual. Cold spring harbor laboratory press, Cold Spring Harbor, NY.
shakib A, insverce C (2011) Expression study of four gene clones belonging to MADS- box family in the dioecious plant sorrel (Rumex acetosa L.). Agric Biotech 1–17.
Shchennikova A v. (2022) Photoperiod-Dependent Mechanisms of Flowering Initiation in Arabidopsis thaliana L. and Zea mays L. Russ J Plant Physiol 69(3), 1–11 (In Persian).
Shiraishi H, Okada K, Shimura Y (1993) Nucleotide sequences recognized by the AGAMOUS MADS domain of Arabidopsis thaliana in vitro. Plant J 4(2), 385–398.
Soorya S, Sukumaran Swapna T, Krishnan K, et al. (2022) A short review on identification of ABCDE genes in monocot plants. J Trop Life Sci 12(3), 423–433.
Sridhar V, Surendrarao A, Liu Z (2006) APETALA1 and SEPALLATA3 interact with SEUSS to mediate transcription repression during flower development. Dev 133(16), 3159–3166.
Sundström JF, Nakayama N, Glimelius K, et al. (2006) Direct regulation of the floral homeotic APETALA1 gene by APETALA3 and PISTILLATA in Arabidopsis. Plant J 46(4), 593–600.
Tsaftaris AS, Pasentsis K, Iliopoulos I, et al. (2004) Isolation of three homologous AP1-like MADS-box genes in crocus (Crocus sativus L.) and characterization of their expression. Plant Sci 166, 1235–1243.
Turck F, Fornara F, Coupland G (2008) Regulation and identity of florigen: FLOWERING LOCUS T moves center stage. Annu Rev Plant Biol 59, 573–594.
Wang J, Zhang X, Yan G, et al. (2013) Over-expression of the PaAP1 gene from sweet cherry (Prunus avium L.) causes early flowering in Arabidopsis thaliana. J Plant Physiol 170(3), 315–320.
Wang Y, Li L, Cui W, et al. (2012) Hydrogen sulfide enhances alfalfa (Medicago sativa) tolerance against salinity during seed germination by nitric oxide pathway. Plant Soil 351(1–2), 107–119.
Wellmer F, Riechmann JL (2010) Gene networks controlling the initiation of flower development. Trends Genet 26(12), 519–527.
Wigge PA, Kim MC, Jaeger KE, et al. (2005) Integration of spatial and temporal information during floral induction in Arabidopsis. Science 309(5737), 1056–1059.
Wilson LG, Bressan RA, Filner P (1978) Light-dependent Emission of Hydrogen Sulfide from Plants. Plant Physiol 61(2), 184–189.
Yamaguchi A, Wu MF, Yang L, et al. (2009) The MicroRNA-Regulated SBP-Box Transcription Factor SPL3 Is a Direct Upstream Activator of LEAFY, FRUITFULL, and APETALA1. Dev Cell 17(2), 268–278.
Yamaguchi N (2021) LEAFY, a Pioneer Transcription Factor in Plants: A Mini-Review. Front Plant Sci 12, 701406.
Yamaguchi N, Wu MF, Winter CM, et al. (2013) A Molecular Framework for Auxin-Mediated Initiation of Flower Primordia. Dev Cell 24(3), 271–282.
Zargari A (1997) Medicinal Plants. In: Vol. 1 Tehran University p. 226. (In persian)
Zhang H, Hu SL, Zhang ZJ, et al. (2011) Hydrogen sulfide acts as a regulator of flower senescence in plants. Postharvest Biol Technol 60(3), 251–257.
Zhang H, Wang MJ, Hu LY, et al. (2010) Hydrogen sulfide promotes wheat seed germination under osmotic stress. Russ J Plant Physiol 57(4), 532–539.
Zhou B, Li N, Zhang Z, et al. (2012) Hydrogen peroxide and nitric oxide promote reproductive growth in Litchi chinensis. Biol Plant 56(2), 321–329.
 
مجله بیوتکنولوژی کشاورزی
دوره 15، شماره 1
فروردین 1402
صفحه 167-188

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار