Study of protein expression pattern and some morphological and biochemical characteristics of Badami-Sefid and Badami-Zarand pistachio rootstocks under salt stress

Document Type : Research Paper

Authors

1 Department of Biotechnology, Faculty of Agriculture, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran.

2 Department of Horticultural Sciences, Faculty of Agriculture, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran.

3 Research and Technology Institute of Plant Production (RTIPP), Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran.

4 4Department of Biotechnology, Research Institute for Science and High Technology and Environmental Sciences, Graduate University of Advanced Technology, Kerman, Iran.

Abstract

Salinity stress is one of the most important environmental stresses affecting pistachio trees and causes decrease its production. In this experiment the effect of salinity stress on protein expression pattern, the content of proline and antioxidant enzymes (catalase, gayacol peroxidase, ascorbate peroxidase and superoxide dismutase) were carried out on two pistachio rootstocks including of Badami-Sefid and Badiami-Zarand. The experiment was performed as factorial based on Completely Randomized Design in a controlled greenhouse condition with three treatments and 20 replications. In this research, three salinity treatments were used include control (distilled water), moderate stress (60 mM NaCl) and severe stress (120 mM NaCl). After appearing the salt stress symptoms (decrease of vegetative growth and leaf area), protein pattern and some morphological and biochemical characteristics were determined. Results showed that protein expression pattern, vegetative growth and biochemical characteristics were affected by salinity treatments and responses of the two rootstocks were completely different. Under salinity stress, Badami-Sefid rootstock exhibited more protein bands reduction and elimination compared to Badami-Zarand. Results also showed that vegetative growth and total chlorophyll content in Badami-Sefid rootstock were decreased more than Badami-Zarand under salinity stress. Also, it has been found that by increasing salinity levels, proline content and antioxidant enzyme activities were higher in Badami-Zarand compared to Badami-Sefid. It seems that Badami-Zarand rootstock has more ability to keep leaf proteins and therefore, higher resistance to salinity stress.

Highlights

 

Keywords


مطالعه الگوی بیان پروتئین و برخی خصوصیات مورفولوژیکی و بیوشیمیایی در پایه­های پسته بادامی سفید و بادامی زرند تحت تنش شوری

 

الهه باقرزاده1، حمیدرضا کاوسی2، مسعود خضری* 3 و 4، سعید میرزایی5

1و2 به ترتیب دانشجوی سابق کارشناسی ارشد و استادیار بخش بیوتکنولوژی کشاورزی، دانشگاه شهید باهنر کرمان

3 استادیار گروه مهندسی علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه شهید باهنر کرمان

4 استادیار پژوهشکده فناوری تولیدات گیاهی، دانشگاه شهید باهنر کرمان

5 استادیار گروه بیوتکنولوژی، پژوهشگاه علوم، تکنولوژی پیشرفته و علوم محیطی، دانشگاه تحصیلات تکمیلی، صنعتی و فناوری پیشرفته کرمان

 

تاریخ دریافت: 28/04/1395، تاریخ پذیرش: 14/08/1395

چکیده

یکی از مهم­ترین تنش­های محیطی مؤثر در درختان پسته که به طور قابل توجهی باعث کاهش محصول می گردد، تنش شوری می­باشد. در این آزمایش، الگوی بیان پروتئین و بررسی برخی خصوصیات مورفولوژیکی و بیوشیمیایی در پایه­های پسته بادامی سفید و بادامی زرند تحت تنش شوری انجام گردید. این آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تیمار و 20 تکرار در گلخانه­ای با شرایط کنترل شده اجرا شد. در این پژوهش سه سطح تنش شوری شامل تیمار شاهد (آب مقطر)، تنش متوسط (60 میلی­مولار کلریدسدیم) و تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم) اعمال گردید. زمانیکه اندازه دانهال به طول 15-20 سانتی­متر رسید، تنش شوری اعمال و به مدت شش ماه ادامه یافت و در این مدت علائم تنش شوری (کاهش رشد رویشی و کاهش سطح برگ) مشخص و الگوی بیان پروتئین و برخی خصوصیات مورفولوژیکی و بیوشیمیایی تعیین گردید. نتایج نشان داد که الگوی بیان پروتئین و خصوصیات رشدی و بیوشیمیایی تحت تأثیر تنش شوری واقع شدند و دو پایه عکس­­العمل­های کاملاً متفاوتی نشان دادند، به­طوریکه کاهش شدت بیان و یا حذف باندهای پروتئینی در برگ پسته بادامی سفید بیشتر از برگ پسته بادامی زرند بود. نتایج نشان داد که کاهش رشد رویشی و کاهش میزان کلروفیل کل در پایه بادامی سفید بیشتر از پایه بادامی زرند تحت تنش شوری واقع شده است. همچنین نتایج نشان داد که با افزایش تنش شوری، میزان پرولین برگ و فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در پایه بادامی زرند نسبت به پایه بادامی سفید افزایش یافت. با توجه به نتایج این پژوهش، به نظر می­رسد پسته بادامی زرند توانایی بیش­تری در حفظ پروتئین­های برگ و مقاومت بالاتری نسبت به تنش شوری دارد.

کلمات کلیدی: پسته، تنش شوری، الگوی باند پروتئینی،آنزیم­های آنتی اکسیدانی.



مقدمه

پسته یکی از مهم­ترین محصولات باغی ایران است که سطح زیر کشت درختان بارور این محصول حدود 316 هزار هکتار است. علیرغم سطح زیر کشت بالا متأسفانه عملکرد پسته در ایران پایین بوده و حدود 756  کیلوگرم در هکتار می­باشد (Anonymous, 2015). یکی از مهم­ترین عوامل تأثیرگذار بر میزان عملکرد درختان پسته، تنش­های محیطی به خصوص تنش شوری می­باشد (Sohrabi et al., 2011). تنش شوری بسیاری از فرآیندهای رشد گیاه از جمله ارتفاع، وزن تر و خشک اندام­های گیاه، سطح برگ و همچنین فرآیندهای بیوشیمایی گیاه مانند رنگیزه­های فتوسنتزی، فعالیت آنزیم­ها، بیان ژن­ها و پروتئین­ها را تحت تأثیر قرار می­دهد (Kamiab et al., 2012, Zinati et al., 2015). در سال­های اخیر به منظور مطالعه ژن­ها و پروتئین­های پاسخ دهنده به تنش از روش­های مختلف مولکولی در سطح ژنومیکس[1] و پروتئومیکس[2] استفاده شده است (Niazi et al., 2014). مطالعه نیمرخ پروتئین­های بیان شده تحت تنش شوری نیز از اهمیت ویژه­ای برخوردار است، به­طوریکه در برخی گیاهان مانند نیشکر، جو و انگور الگوی بیان پروتئینی در شرایط تنش شوری مورد بررسی قرار گرفته است (Gomathi et al., 2013, Ghaffari et al., 2014; Mohammadkhani, 2014) و در مواردی الگوی باندی خاصی در این ارتباط گزارش شده است. همچنین تغییرات نیمرخ پروتئینی در طی مراحل رشد زیتون مورد بررسی قرار گرفته است (Vatankhah et al., 2007). در بررسی اثر شوری روی الگوی پروتئینی ریشه­های جو مشخص شد که الگوی پروتئینی گیاهان شاهد و گیاهان تحت تنش شوری از نظر تغییرات کیفی مشابه هستند، ولی شوری باعث کاهش یا افزایش تعدادی از پروتئین­ها می­گردد (Witzel et al., 2009). در بررسی الگوی پروتئینی در ارقام مختلف پسته تحت تنش شوری مشخص گردید که، تنش شوری باعث تغییر در پروتئین­ها می­گردد، به طوریکه بعضی از پروتئین­ها کاهش و بعضی از آن­ها در شرایط تنش شوری افزایش می­یابد (Sohrabi et al., 2011). زمانی­که گیاه در معرض تنش­ قرار می­گیرد، تجزیه پروتئین­ها و در نتیجه میزان اسیدهای آمینه افزایش می­یابد که مهمترین آن­ها، اسیدآمینه پرولین است. پرولین به عنوان یک ماده محلول، سبب افزایش پتانسیل اسمزی سلول، حفظ آماس سلولی، پایداری شکل طبیعی پروتئین­ها و در نتیجه حفاظت پایداری غشا می­گردد (Verslues et al., 2006). در پژوهشی Garaghanipur et al (2014) مشاهده کردند که تجمع میزان پرولین در واریته­های مقاوم به تنش خشکی بیشتر از واریته­های حساس می­باشد. وجود تنش­ شوری ممکن است، سبب افزایش تولید گونه­های اکسیژن واکنشگر و تنش اکسیداتیو شود و در نهایت به تسریع تشکیل انواع اکسیژن فعال، آسیب به غشا، پروتئین وDNA ، القای تغییر در رشد و ساختار فیزیولوژیک سلول و تخریب آنزیم­ها منجر گردد (Xu et al., 2008). سلول­های گیاهی از جمله سلول­های فتوسنتزی توسط سیستم آنتی­اکسیدانی در برابر اثرات مضر گونه­های اکسیژن واکنشگر و تنش اکسیداتیو حفاظت می­شوند و این امر باعث تحمل گیاهان به تنش­ها می­گردد (Kamiab et al., 2013).

با توجه به این­که درختان پسته از طریق پیوند تکثیر می­شوند استفاده از پایه­های مناسب پسته که مقاومت بالایی به تنش­های محیطی از جمله شوری داشته باشند، اهمیت ویژه­ای دارد. مهم­ترین پایه­هایی که در ایران برای درختان پسته استفاده می­شود، پایه بادامی زرند (مناطق مختلف استان کرمان)، بادامی سفید (استان­های خراسان رضوی وجنوبی) و قزوینی (استان­های قزوین، سمنان، تهران) می­باشند (Panahi et al., 2001). اگر چه پژوهش­هایی مبنی بر مقایسه پایه بادامی زرند با پایه قزوینی و هیبرید بین آتلانتیکا و ورا تحت تنش خشکی (Maleki Kuhbanani & Karimi, 2013) و همچنین تأثیر تنش شوری بر پایه بادامی زرند (Kamiab et al., 2012) انجام شده است ، اما پژوهشی مبنی بر مقایسه مقاومت دو پایه بادامی زرند و بادامی سفید از نظر الگوی بیان پروتئین و برخی پارامترهای مورفولوژیکی و بیوشیمیایی تحت تنش شوری انجام نشده است. بنابراین هدف از پژوهش حاضر بررسی الگوی بیان پروتئین و برخی پارامترهای مورفولوژیکی و بیوشیمیایی پایه­های پسته بادامی سفید و بادامی زرند، تحت تنش شوری می­باشد.

 

مواد و روش­ها

پژوهش مورد نظر در گلخانه فیتوترون دانشکده کشاورزی دانشگاه شهید باهنر کرمان  با موقعیت جغرافیایی 30 درجه شمالی و طول 57 درجه شرقی و دمای کنترل شده در حدود 3± 25 درجه سلسیوس اجرا گردید. در این آزمایش از دو پایه پسته بادامی زرند و بادامی سفید خراسان استفاده گردید. بذور پسته بادامی زرند از یک باغ تجاری واقع در شهرستان زرند در استان کرمان و بذور پسته بادامی سفید از یک باغ تجاری واقع در شهرستان بجستان در استان خراسان جنوبی جمع­آوری گردید.

در این آزمایش از خاک با بافت لوم شنی با 5/4= EC و 8/7 = pH استفاده گردید. بذرهای دو پایه پسته پس از جوانه­زنی اولیه در گلدان­های پلاستیکی کشت شدند. پس از استقرار گیاه و زمانیکه اندازه دانهال به طول 15-20 سانتی­متر رسید، اعمال تنش شوری آغاز گردید.

جهت اعمال تنش شوری، گیاهان شاهد با آب مقطر و گیاهان تحت تنش متوسط با محلول کلریدسدیم 60 میلی­مولار و گیاهان تحت تنش شدید با محلول کلریدسدیم 120 میلی­مولار مورد آبیاری قرار گرفتند. برای هر سطح شوری 20 گلدان برای رقم بادامی زرند و20 گلدان برای بادامی سفید در نظر گرفته شد. اعمال تیمارهای تنش شوری به مدت 6 ماه ادامه یافت و در این مدت علائم تنش شوری شامل کاهش رشد رویشی، زرد شدن حاشیه برگ و کاهش سطح برگ مشخص گردید.

از آنجاییکه هدف بررسی تفاوت الگوی باندی پروتئین بین دو پایه پسته بادامی سفید و بادامی زرند تحت تیمارهای تنش شوری بود، لذا پروتئین برگ دانهال­ها با استفاده از تکنیک Bradford (1976) استخراج و پس از رسم نمودار استاندارد، غلظت پروتئین نمونه­ها تعیین گردید. تعیین غلظت نهایی پروتئین کل با استفاده از معادله زیر تعیین گردید.

y = 0.0006x + 0.0064

R2= 0.9743

Y: جذب در طول موج 595 نانومتر

X: غلظت پروتئین کل (mg/l)

پس از تعیین پروتئین کل، میزان 100 میکروگرم از هر نمونه بر روی ژل پلی­اکریل آمید بارگذاری شد. در این پژوهش از روش SDS-PAGE (ژل پیوسته) با غلظت 12 درصد برای تعیین الگوی پروتئین استفاده گردید (Laemmli, 1970). ژل پس از خاتمه الکتروفورز به­مدت سه ساعت در محلول تثبیت­کننده[3] (شامل 400 میلی­لیتر اتانول 40% ، 100 میلی لیتر اسید استیک 10% و آب مقطر استریل)، قرار داده شد و پس از شستشو با آب مقطر به­مدت یک دقیقه در محلول حساس­کننده[4] (شامل 100 میلی­گرم سدیم تیوسولفات­پنتاهیدرات 02/0% و 500 میلی­لیتر آب مقطر دیونیزه)، قرار داده شد. در مرحله بعد ژل به­مدت ۲۰ دقیقه در محلول نیترات­نقره در تاریکی قرار داده شد و سپس ژل پس از شستشو به محلول توسعه­دهنده[5] (شامل 30 گرم کربنات­سدیم و 5 میلی­گرم سدیم تیوسولفات پنتاهیدرات 5% ، 1000 میلی لیتر آب دیونیزه حل و 5/0 میلی لیتر محلول فرمالدهید 37%)، در مدت کمتر از سه دقیقه منتقل گردید. سپس ژل با آب مقطر شستشو داده شد و به­مدت پنج دقیقه به محلول متوقف­کننده[6] (شامل 5/2 گرم گلایسین و 500 میلی­لیتر آب دیونیزه)، منتقل گردید. در نهایت ژل با آب مقطر شستشو داده شد و مورد بررسی قرار گرفت (Blum et al., 1987).

طول ساقه با استفاده از خط­کش و قطر ساقه با کولیس میلیمتری اندازه­گیری شد. برای اندازه­گیری سطح برگ با استفاده از کاغذ شطرنج میلی­متری مساحت برگ تعیین و بر حسب سانتی­متر مربع بیان شد.

اندازه­گیری رنگیزه­ها به روش Lichtenthaler (1973) انجام شد و غلظت کلروفیل a، کلروفیل b و کلروفیل کل با استفاده از فرمول زیر محاسبه و بر حسب میلی­گرم بر گرم وزن تر ارائه گردیدند.

Chl.a = (12.25A663.2 – 2.79A646.8)

Chl.b = (21.21A646.8 – 5.1 A663.2)

Chl.T = Chl.a + Chl.b

 

در این فرمول Chl.a، Chl.b و Chl.T به ترتیب غلظت کلروفیل a، کلروفیل b و کلروفیل کل می­باشند.

اندازه­گیری پرولین با روش  Bates et al

 (1973) صورت گرفت. در این روش، 2 میلی­لیتر از مایه رویی حاصل از سانتریفیوژ عصاره با 2 میلی­لیتر ناین­هیدرین و 2 میلی­لیتر استیک اسید گلاسیال مخلوط شد و یک ساعت در دمای 100 درجه سلسیوس حمام آب گرم قرار گرفت. بعد از این مدت جهت قطع انجام کلیه واکنش­ها، لوله­های محتوی مخلوط در حمام آب سرد قرار داده شدند. سپس 4 میلی­لیتر تولوئن به مخلوط اضافه و لوله­ها به خوبی ورتکس شدند. با ثابت نگه داشتن لوله­ها به مدت 15-20 دقیقه، دو لایه مجزا در آن­ها تشکیل شد. از فاز رنگی بالایی که دارای تولوئن و پرولین بود برای اندازه­گیری پرولین استفاده گردید. جذب این ماده رنگی در طول موج 520 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر UV-VIS مدل (Cary- 50) ساخت کشور آمریکا، قرائت شد و مقدار پرولین در هر نمونه با استفاده از منحنی استاندارد محاسبه گردید.

سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز با استفاده از محاسبه سرعت تجزیه و کاهش جذب H2O2 در مدت 30 ثانیه در طول موج  240 نانومتر صورت گرفت. مقدار پراکسیدهیدروژن تجزیه شده با استفاده از ضریب خاموشی معادل mM-1 cm-140 محاسبه گردید (Dhindsa et al., 1981).

سنجش فعالیت آنزیم گایاکول پراکسیداز با استفاده از گایاکول و اندازه­گیری میزان جذب تتراگایاکل تشکیل شده از گایاکول در نتیجه فعالیت پراکسیداز، در طول موج 470 نانومتر، انجام گرفت. افزایش جذب به دلیل اکسیداسیون گایاکول در مدت 3 دقیقه اندازه­گیری شد و میزان فعالیت آنزیم با استفاده از ضریب خاموشی معادل mM-1 cm-1 6/26 محاسبه گردید (Plewa et al., 1991).

فعالیت آسکوربات بر اساس اکسیداسیون اسید آسکوربیک در مدت یک دقیقه در طول موج 290 نانومتر اندازه گیری شد. در این روش مقدار آسکوربات اکسید شده با استفاده از ضریب خاموشی معادل mM-1 cm-18/2 محاسبه گردید (Nakano &Asada, 1981).

سنجش فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسموتاز با استفاده از سنجش مهار واکنش احیای نوری نیترو بلوتترازولیوم[7] (NBT) در طول موج 560 نانومتر صورت گرفت. در واقع واکنش در دمای 25 درجه سانتی­گراد با روشن شدن لامپ فلورسنت w40 آغاز و پس از 8 دقیقه با خاموش کردن لامپ، واکنش متوقف و جذب قرائت گردید (Gianopolitis & Ries, 1977). نتایج با استفاده از رویه GLM نرم­افزار آماری SAS  (نسخه1/9) مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت و جهت مقایسه میانگین­ها از آزمون چند دامنه­ای دانکن با رویه LS MEANS در سطح احتمال 5 درصد استفاده گردید.

 

نتایج و بحث

نتایج نشان داد که نیمرخ بیان پروتئینی در پایه­های بادامی سفید و بادامی زرند تحت تنش شوری واقع شده است. براساس بررسی الگوی الکتروفورزی گیاه پسته، در پایه بادامی سفید، ۱۷ باند پروتئینی با وزن­های مولکولی تقریبی ۷، ۸، ۹، ۱۱، ۱۵، ۱۷، ۱۸، ۱۹، ۲۲، ۲۳، ۲۴، ۲۵، ۲۶،  ۲۹، ۳۰، ۳۴ و ۴۵ کیلودالتون در نمونه شاهد (بدون تنش) و ۱۵ باند پروتئینی با وزن مولکولی تقریبی  ۷، ۹، ۱۱، ۱۵، ۱۷، ۱۸، ۱۹، ۲۲، ۲۴، ۲۵، ۲۶، ۲۹، ۳۰، ۳۴ و ۴۵ کیلودالتون در تیمار تنش متوسط (60 میلی­مولار کلریدسدیم) مشاهده شد و باندهای پروتئینی با وزن مولکولی تقریبی ۱۱، ۱۷ و ۲۹ کیلودالتون با شدت پایین­تری نسبت به سایر باندها مشخص گردیدند و باندهای با وزن­های مولکولی تقریبی ۸ و۲۳ کیلودالتون در تیمار تنش متوسط حضور نداشتند. در تیمار تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم) روی دانهال­های پسته بادامی سفید، باند پروتئینی با وزن­ مولکولی تقریبی ۷ کیلودالتون با شدت پایین­تری نسبت به شاهد و تیمار تنش متوسط مشاهده شد و باند با وزن مولکولی تقریبی ۱۲ کیلودالتون در تیمار تنش شدید مشاهده شد که در تیمار متوسط و ضعیف حضور نداشت. باندهای ۸، ۱۹ و ۲۳ کیلودالتون در تیمار تنش شدید حضور نداشتند. در بررسی الگوی الکتروفورزی پسته بادامی زرند، ۱۶ باند پروتئینی با وزن­های مولکولی تقریبی ۷، ۸، ۹، ۱۱، ۱۳، ۱۵، ۱۷، ۱۸، ۱۹، ۲۴، ۲۵، ۲۶، 29، 30، ۳۴ و ۴۵ کیلودالتون در نمونه شاهد (بدون تنش) و ۱۵ باند پروتئینی با وزن مولکولی ۷، ۸، ۹، ۱۱، ۱۵، ۱۷، ۱۸، ۲۴، ۲۵، ۲۶، ۲۹، ۳۰، ۳۴، ۳۶ و ۴۵ کیلودالتون در تیمار تنش متوسط (60 میلی­مولار کلریدسدیم) مشاهده شد. باندهای پروتئینی با وزن مولکولی تقریبی ۸، ۱۵، ۱۷، ۲۶ و۴۵ کیلودالتون با شدت پایین­تری نسبت به سایر باندها مشخص گردیدند و باندهای با وزن مولکولی تقریبی ۱۳ و ۱۹ در تیمار تنش متوسط حضور نداشتند. در تیمار تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم) روی دانهال­های پسته بادامی زرند ۱۴ باند پروتئینی با وزن­های مولکولی تقریبی ۷، ۸، ۹، ۱۱، ۱۵، ۱۷، ۱۸، ۲۴، ۲۵، ۲۶، ۲۹، ۳۰، ۳۴ و ۴۵ کیلودالتون مشخص گردید و باندهای پروتئینی با وزن مولکولی تقریبی  ۸، ۹، ۱۵، ۱۷، ۱۸، ۲۴، ۲۵، ۲۹ و ۳۰  کیلودالتون نسبت به شاهد و تیمار تنش متوسط با شدت پایین­تری مشاهده شدند در حالیکه باندهای با وزن مولکولی تقریبی ۱۳ و ۳۶ کیلودالتون در تیمار تنش شدید حضور نداشتند (شکل1).

وقتی گیاهان در معرض تنش شوری و خشکی قرار می­گیرند، در سطح سلولی و مولکولی به تنش پاسخ می دهند. الگوی تولید بسیاری از پروتئین­ها در پاسخ به تنش، تغییر می­نماید که از جمله این پروتئین­ها، پروتئین های درگیر در مسیرهای پیام­رسانی تنش، پروتئین­های مخصوص مقابله با تنش اکسیداتیو و پروتئین­هایی با اعمال غیر مستقیم با تنش می­باشند (Hajheidari et al., 2005).  

 

 

 

شکل1- الگوی الکتروفورزی پروتئین­های برگ دانهال­های پسته در پایه­های بادامی سفید و بادامی زرند تحت تنش شوری. شاهد (آب مقطر)، تنش متوسط (60 میلی­مولار کلرید­سدیم ) و تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم). پیکان­های مشخص شده در شکل بیانگر باندهایی می­باشد که در بین تیمارهای مختلف از نظر بیان پروتئین دارای اهمیت بیشتری می­باشند.

Figure 1- Protein electrophoresis pattern of pistachio seedlings Pistacia vera Cv. Badami-Sefid and Badami-Zarand under different salinity stresses. Control (distilled water), moderate stress (60 mM NaCl) and severe stress (120 mM NaCl). Arrows show the most important protein expression bands differing among the treatments.

 

 

پس گیاهان برای مقابله یا کاهش آثار تنش شوری ممکن است الگوی بیان ژن­ها و یا میزان پروتئین­های درون بافت­هایشان را تغییر دهند (Ghaffari et al., 2014). در چند سال گذشته، تغییرات پروتئین­ها در اثر تنش شوری به منظور شناسایی و فهم اثرات تنش در سطح پروتئین­ها در جهت ایجاد مقاومت نسبت به تنش شوری بسیار مورد توجه واقع شده است. به هر حال، هنوز نقش اکثر پروتئین­ها در این خصوص ناشناخته است. تعدادی از پروتئین­هایی که در اثر تنش شوری القا می­شوند، شناسایی شده­اند که این امر بازتابی از پیچیدگی پاسخ­های بیوشیمیایی و فیزیولوژیک گیاهان در برابر تنش شوری می­باشد (Mahmoodzadeh, 2009). مثلاً در گیاه برنج مقایسه نقشه پروتئینی پروتئین­های ریشه و برگ گیاهان تیمار شده با نمک NaCl در مقایسه با گیاهان شاهد نشان داد که تنش شوری تغییرات معنی­داری را در الگوی پروتئین ایجاد می­کند به طوریکه تنش شوری موجب افزایش شدت باندهای پروتئینی 90 کیلودالتون در ریشه و 22 و 31 کیلودالتون در برگ گردید (Kanlaya et al., 2005). در تحقیق حاضر نیز تنش شوری موجب ایجاد تغییرات متفاوت و معنی­داری در الگوی پروتئین­های برگ پسته بادامی سفید و بادامی زرند گردید، بیان پروتئین­های ۷، ۳۰ و ۳۴ کیلودالتون در برگ بادامی زرند تحت تأثیر تنش شوری قرار نگرفتند و با توجه به اینکه بیان سایر پروتئین­ها کاهش یافته­ است، احتمالاً این پروتئین­ها می­توانند در سازگاری گیاه پسته نسبت به تنش شوری نقش ایفا کنند. تغییرات متفاوت بعضی از باندهای پروتئینی بین دو پایه بادامی زرند و بادامی سفید نیز نشان­دهنده این است که این تغییرات وابسته به ژنوتیپ گیاه می­باشند. الگوی پروتئینی برگ پسته بادامی سفید، کاهش شدت باندهای ۹، ۱۸، ۲۶ و ۳۴ کیلودالتون را نشان می­دهد. در پژوهشی، با بررسی الگوی پروتئینی در ارقام مختلف پسته تحت تنش شوری مشخص گردید که، تنش شوری باعث از بین رفتن باند 25 کیلودالتون و کاهش باندهای 24 و 40 کیلودالتون در ارقام مورد بررسی می­گردد (Sohrabi et al., 2011)، که با نتایج به دست آمده از این پژوهش مطابقت دارد. به نظر می­رسد اثر تنش شوری در فرآیند رونویسی باعث از بین رفتن و یا کاهش برخی از باندهای پروتئینی می­گردد (Chotechuen, 2001).

نتایج تجزیه واریانس داده­های مربوط به خصوصیات مورفولوژیکی نشان داد که فقط اثر ساده پایه بر طول و قطر ساقه معنی­دار می­باشد (جدول1). بیشترین طول و قطر ساقه در پایه بادامی زرند مشاهده گردید (شکل2). همچنین مشخص شد که اثر ساده پایه و تنش شوری و همچنین برهم کنش پایه و تنش شوری بر سطح برگ معنی­دار می­باشد (جدول1).

با افزایش سطوح تنش شوری سطح برگ کاهش یافت، به­طوریکه بیشترین و کمترین سطح برگ به ترتیب در شاهد و تیمار تنش شدید (120میلی­مولار کلریدسدیم) در پایه بادامی سفید مشاهده شد (شکل3). در پژوهشی  Karimi et al (2012) گزارش کردند که سطح برگ و پارامترهای رشدی تحت تنش شوری قرار گرفته و افزایش تنش شوری باعث کاهش سطح برگ و کاهش رشد رویشی در پسته گردید، که با نتایج این پژوهش همخوانی دارد.

 

 


جدول 1- تجزیه واریانس تأثیر پارامترهای مورفولوژیکی و بیوشیمیایی دانهالهای پسته پایه بادامی زرند و بادامی سفید تحت تنش شوری

Table 1- Analysis of variance of morphological and biochemical parameters of pistachio seedlings Pistacia vera cv. Badami-Zarand and Badami-Sefid under salinity stress

میانگین مربعات         Mean of square

منبع تغییرات

SOV

درجه آزادی

df

طول ساقه

Stem length

قطر ساقه

Stem diameter

سطح برگ

Leaf area

کلروفیل کل

Total chlorophyll

پرولین

Proline

پایه

Rootstock (R)

1

5.55*

0.72**

125.88**

399.5**

2907.2 ns

شوری

Salinity(S)

2

12.38 ns

0.65405 ns

67.10**

50.45 ns

2.9045**

پایه × شوری

 R×S

2

11.7 ns

0.07215 ns

13.28**

9.33 ns

84.788 ns

خطا

Error

10

5.82

0.0445

6.148

27.851

81.46

ضریب تغییرات

Coefficient of variation

-

9.9

12

15

21

11

میانگین مربعات               Mean of square

منبع تغییرات

SOV

درجه آزادی

df

کاتالاز

CAT

گایاکول پراکسیداز

GPX

سوپراکسیددیسموتاز

SOD

آسکوربات پراکسیداز

APX

 

پایه

Rootstock (R)

1

0.00048*

0.00043**

0.000118**

0.0426 ns

 

شوری

Salinity(S)

2

0.0042**

0.00665**

0.000935*

0.00018**

 

پایه × شوری

 R×S

2

0.00036**

0.00019**

0.00426**

0.000399 ns

 

خطا

Error

10

0.00099

0.0003379

0.000399

0.0083

 

ضریب تغییرات

Coefficient of variation

-

15

5

9

8

 

nsغیر معنی­دار، ** معنی­دار در سطح 1 درصد و*معنی­دار در سطح 5 درصد

ns Not significant, ** Significant at 1% level and * Significant at 5% level

 

 

 

 

   

شکل 2- اثر پایه بر اندازه طول و قطر ساقه. اعداد به صورت میانگین ± انحراف استاندارد است. در هر ستون میانگین­هایی با حروف متفاوت در سطح 5% آزمون چند دامنه­ای دانکن اختلاف معنی­داری دارند. شاهد (آب مقطر)، تنش متوسط (60 میلی­مولار کلرید­سدیم) و تنش شدید (120 میلی­مولار کلرید سدیم).

Figure 2- Effect of rootstock on length and diameter of stem. Values are mean ± SE. Different letters within a column indicate significant differences by Duncan’s multiple range test at P<0.05. Control (distilled water), moderate salinity stress (60 mM NaCl) and severe salinity stress (120 mM NaCl).

 

 

کاهش سطح برگ بعد از افزایش تنش شوری به دلیل اثر اسمزی نمک در اطراف ریشه می­باشد. در واقع با افزایش تنش شوری سلول­های برگ به­طور موقت آب خود را از دست داده و با گذشت زمان تقسیم سلولی و طویل شدن سلول­ها کاهش یافته که در نهایت سبب کاهش سطح برگ و طول گیاه می­گردد (Munns, 2002). با توجه به این­که محققان بیان کردند که گیاهان متحمل به شوری قابلیت بیشتری برای زنده ماندن و حفظ سرعت رشد در شرایط تنش شوری داشته و اختلاف رشد می­تواند به عنوان یک شاخص تحمل به شوری در نظر گرفته شود (Ferreira-Silva et al., 2008)، بنابراین به نظر می­رسد پایه بادامی زرند نسبت به پایه بادامی سفید مقاومت بیشتری نسبت به تنش شوری داشته باشد.

نتایج تجزیه واریانس داده­ها نشان داد که فقط اثر ساده پایه بر میزان کلروفیل کل معنی­دار می­باشد (جدول1). بیشترین میزان کلروفیل کل مربوط به پایه بادامی زرند می­باشد (شکل 4). مشخص شده است که تنش شوری باعث از بین رفتن رنگدانه­های فتوسنتزی و کاهش مقدار کلروفیل برگ می­گردد (Anjum et al., 2011).

 

 

 

 

   شکل3- تأثیر پایه و تنش شوری بر میزان سطح برگ دانهال­های پسته بادامی سفید و بادامی زرند. اعداد به صورت میانگین ± انحراف استاندارد است. در هر ستون میانگین­هایی با حروف متفاوت در سطح 5% آزمون چند دامنه­ای دانکن اختلاف معنی­داری دارند. شاهد (آب مقطر)، تنش متوسط (60 میلی­مولار کلرید­سدیم ) و تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم).

Figure 3- Effect of rootstock and salinity stress on leaf area of Badami-Sefid and Badami-Zarand pistachio seedlings under salinity stress. Values are mean ± SE. Different letters within a column indicate significant differences by Duncan’s multiple range test at P<0.05. Control (distilled water), moderate salinity stress (60 mM NaCl) and severe salinity stress (120 mM NaCl).

 

 

نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده­های مربوط به پرولین نشان داد که اثر ساده پایه و همچنین برهم کنش پایه و تنش شوری بر صفت پرولین برگ معنی­دار نبوده و فقط اثر تنش شوری معنی­دار است (جدول1). بر اساس نتایج حاضر، صفت پرولین برگ تحت تأثیر تیمار تنش شوری واقع شده است. تنش شوری موجب افزایش معنی­دار این صفت در برگ تیمارهای مختلف گردید و بین غلظت­های مختلف کلریدسدیم از لحاظ آماری اختلاف معنی­داری وجود داشت و کمترین میزان پرولین مربوط به شاهد و بیشترین مقدار مربوط به تنش شدید بوده است (شکل 5). زمانی­که گیاه در معرض تنش­های محیطی قرار می­گیرد، تجزیه پروتئین­ها صورت گرفته و مقدار اسیدهای آمینه افزایش می­یابد که مهم­ترین آن­ها پرولین است. در حقیقت مشخص شده است که  پرولین، به عنوان یک تنظیم کننده اسمزی و یک محلول سازگار، سبب تنظیم فشار اسمزی، کاهش هدر رفت آب از سلول و حفظ آماس سلولی می­گردد (Ashraf & Harris, 2004; Pe´rez-Pe´rez et al., 2009). در پژوهشی که بر روی دانهال­های پسته انجام شده بود، مشخص گردید که افزایش سطوح تنش شوری در پسته باعث افزایش میزان پرولین می­گردد (Kamiab et al., 2013)، که با نتایج این پژوهش همخوانی دارد. نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده­های مربوط به آنزیم­های آنتی­اکسیدان نشان داد که برهمکنش پایه و تیمار تنش شوری بر میزان فعالیت آنزیم­های کاتالاز، گایاکول­پراکسیداز و سوپراکسید دسموتاز معنی­دار می­باشد (جدول1).


 

 

 

شکل 4- اثر پایه بر میزان کلروفیل کل. اعداد به صورت میانگین ± انحراف استاندارد است. در هر ستون میانگین­هایی با حروف متفاوت در سطح 5% آزمون چند دامنه­ای دانکن اختلاف معنی­داری دارند. شاهد (آب مقطر)، تنش متوسط (60 میلی­مولار کلرید­سدیم ) و تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم).

Figure 4- Effect of rootstock on total chlorophyll content. Values are mean ± SE. Different letters within a column indicate significant differences by Duncan’s multiple range test at P<0.05. Control (distilled water), moderate salinity stress (60 mM NaCl) and severe salinity stress (120 mM NaCl).

 

شکل 5- تأثیر تنش شوری بر میزان پرولین برگ دانهال پسته. اعداد به صورت میانگین ± انحراف استاندارد است. در هر ستون میانگین­هایی با حروف متفاوت در سطح 5% آزمون چند دامنه­ای دانکن اختلاف معنی­داری دارند. شاهد (آب مقطر)، تنش متوسط (60 میلی­مولار کلرید­سدیم ) و تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم).

Figure 5- Effect of salinity stress on proline content of pistachio seedling. Values are mean ± SE. Different letters within a column indicate significant differences by Duncan’s multiple range test at P<0.05. Control (distilled water), moderate salinity stress (60 mM NaCl) and severe salinity stress (120 mM NaCl).


 

 

با افزایش غلظت کلریدسدیم میزان فعالیت آنزیم­های کاتالاز، گایاکول­پراکسیداز و سوپراکسیددسموتاز افزایش یافت، به­طوریکه کمترین مقدار فعالیت آنزیم­های کاتالاز و گایاکول­پراکسیداز مربوط به پایه بادامی سفید در تیمار شاهد و بیشترین مقدار آن­ها مربوط پایه بادامی زرند با غلظت کلریدسدیم 120 میلی­مولار می­باشد (شکل 6. الف و ب). همچنین نتایج نشان داد که کمترین میزان فعالیت آنزیم سوپراکسیددسموتاز مربوط به پایه بادامی زرند در تیمار تنش شدید و بیشترین میزان آن مربوط به پایه بادامی سفید در تیمار تنش متوسط می­باشد (شکل 6. ج). همچنین نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده­های مربوط به فعالیت آنزیم آسکوربات­پراکسیداز نشان داد که فعالیت این آنزیم فقط تحت تأثیر اثر ساده تنش شوری واقع شده است (جدول 1). مقایسه میانگین داده­ها بیانگر آن است که تنش شوری موجب افزایش معنی­دار میزان فعالیت آنزیم آسکوربات­پراکسیداز می­گردد، به­طوریکه کمترین میزان آن مربوط به شاهد و بیشترین مقدار آن مربوط به تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم) می­باشد (شکل 7).

آنزیم­های آنتی­اکسیدانی نقش مهمی در تجزیه پراکسیدهیدروژن دارند. در واقع پراکسید هیدروژن می­تواند به مولکول­های زیستی مهم مثل لیپیدها، پروتئین­ها، اسیدهای نوکلئیک و کلروفیل­ها آسیب جدی وارد کرده و منجر به مرگ سلولی شود (Gholamia et al., 2012). نتایج پژوهش حاضر با نتایج Kamiab et al (2013) که بیان کردند فعالیت سیستم آنتی­اکسیدانی در پایه پسته بادامی زرند تحت تنش شوری افزایش یافته است، همخوانی دارد. اما با توجه به اینکه در این پژوهش دو نوع پایه پسته مورد بررسی قرار گرفته است، به نظر می­رسد که در شرایط تنش شوری، پایه بادامی زرند در مقایسه با پایه بادامی سفید می­تواند تا حدی نسبت به تنش شوری مقاومت بیشتری نشان دهد.

 

نتیجه گیری

نتایج این پژوهش نشان داد که پایه­های پسته نسبت به تنش شوری عکس­العمل­های متفاوتی را دارا می­باشند، به­طوریکه پایه بادامی زرند قادر است سطوح تنش شوری متوسط (60 میلی­مولار کلریدسدیم) و شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم) را با خسارت کمتری تحمل کند، که این بیانگر مقاومت بیش­تر آن به تنش شوری نسبت به پایه بادامی سفید می­باشد. بررسی الگوی پروتئینی برگ پسته نشان داد که تنش شوری سبب تفاوت­های قابل مشاهده­ای در گیاهان تحت تنش نسبت به گیاهان شاهد می­گردد. بر اساس نتایج این پژوهش مشخص گردید که در پاسخ به تیمارهای تنش شوری، کاهش شدت بیان و یا حذف باندهای پروتئینی در عصاره­های پروتئینی برگ گیاه پسته بادامی سفید مشخص­تر از پایه بادامی زرند بوده است. همچنین مشخص گردید  که بیشترین میزان رشد و کلروفیل کل مربوط به پایه بادامی زرند می­باشد. همچنین مشخص شد که میزان پرولین و میزان فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در پایه پسته بادامی زرند نسبت به بادامی سفید در شرایط تنش شوری بیشتر می­باشد. بنابراین به نظر می­رسد پایه بادامی زرند توانایی بیش­تری در حفظ پروتئین­های برگ در پاسخ به تنش شوری دارد و در غلظت 120 میلی­مولار نمک کلریدسدیم، تنش شوری را بهتر از پایه بادامی سفید تحمل می­نماید.

 

 

   شکل 6- تأثیر پایه و تنش شوری بر فعالیت آنزیم­های کاتالاز، گایاکول­پراکسیداز و سوپراکسیددسموتاز دانهال­های پسته بادامی سفید و بادامی زرند. اعداد به صورت میانگین ± انحراف استاندارد است. در هر ستون میانگین­هایی با حروف متفاوت در سطح 5% آزمون چند دامنه­ای دانکن اختلاف معنی­داری دارند. شاهد (آب مقطر)، تنش متوسط (60 میلی­مولار کلرید­سدیم ) و تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم).

Figure 6- Effect of rootstock and salinity stress on enzyme activities catalase (CAT), gayacol peroxidase (GPX), superoxide dismutase (SOD) of Badami-Sefid and Badami-Zarand pistachio seedlings under salinity stress. Values are mean ± SE. Different letters within a column indicate significant differences by Duncan’s multiple range test at P<0.05. Control (distilled water), moderate salinity stress (60 mM NaCl) and severe salinity stress (120 mM NaCl).

 

 شکل 7- تأثیر تنش شوری بر فعالیت آنزیم آسکوربات­پراکسیداز در دانهال پسته. اعداد به صورت میانگین ± انحراف استاندارد است. در هر ستون میانگین­هایی با حروف متفاوت در سطح 5% آزمون چند دامنه­ای دانکن اختلاف معنی­داری دارند. شاهد (آب مقطر)، تنش متوسط (60 میلی­مولار کلرید­سدیم ) و تنش شدید (120 میلی­مولار کلریدسدیم).

Figure 7- Effect of salinity stress on ascorbate peroxidase (APX) enzyme activity of pistachio seedling. Values are mean ± SE. Different letters within a column indicate significant differences by Duncan’s multiple range test at P<0.05. Control (distilled water), moderate salinity stress (60 mM NaCl) and severe salinity stress (120 mM NaCl).

 

منابع

Anjum S, Xie X, Wan LG, Saleem M, Man C, Li W (2011). Morpho logical, physiological biochemical responses of plants to drought stress. African and Journal of Agriculture Research 6: 2026-2032.

Anonymous (2015). Statistics of Horticultural Crops (Year 2014). Statistic and Technology Office of Ministry of Agriculture-Jahad, pp. 114 (In Persian).

Ashraf M, Harris PJC (2004). Potential biochemical indicators of salinity tolerance in plants. Plant Science 166: 3–16.

Bates LS, Waldren RP, Teare ID (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant Soil 39: 205-207.

Blum H, Beier H, Gross HJ (1987). Improved silver staining of plant proteins, RNA and DNA in polyacrylamide gels. Electrophoresis 8: 93-99.

Bradford MM (1976). A rapid and sensitive method for quatition of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochem 72: 248-254.

Chotechuen S (2001). Responses of rice (Oryza sativa L.) to salt stress. Proceeding of the Rice Research Seminar. March. 5-6, 2001. Sra Kaew, Thailand. pp. 34-76.

Dhindsa RS, Dhindsa P, Thorpe AT (1981). Leaf senescence correlated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxidation and decrease levels of superoxide dismutase and catalase. Journal Experimental Botany 32: 93-101.

Ferreira-Silva SL, Silveira J, Voigt E, Soares L, Viegas R (2008). Changes in physiological indicators associated with salt tolerance in two contrasting cashew rootstocks. Brazilian Journal of Plant Physiology 20: 51-59.

Garaghanipur N, Shiran B, Khodambashie M, Molaie AR (2014). Study of Proline accumulation and gene expression of P5CS in leaves and flower buds of common bean cultivars under drought stress. Journal of Agricultural Biotechnology 6: 129-141 (In Persian).

Ghaffaria A,  Gharechahib J,  Nakhodaa B, Hosseini Salekdeh G (2014). Physiology and proteome responses of two contrasting rice mutants and their wild type parent under salt stress conditions at the vegetative stage. Journal of Plant Physiology 171: 31–44.

Gholamia M, Rahemi M, Kholdebarinc B, Rastegar S (2012). Biochemical responses in leaves of four fig cultivars subjected to water stress and recovery. Scientia Horticulturae. 148: 109–117.

Gianopolitis CN, Ries SK (1977). Superoxide dismutase: purification and quantitative relationship with water-soluble protein in seedling. Plant Physiology 59: 315–318.

Gomathi R, Vasantha S, Shiyamala S, Rakkiyappan P (2013). Differential accumulation of salt induced proteins in contrasting sugarcane genotypes.  EJBS 6: 7-11.

Hajheidari M, Abdollahian N, Heidari M, Sadeghian SY, Ober ES, Hosseini Salekdeh Gh (2005). Proteome analysis of sugar beet leaves under drought stress. Proteomics 5: 950-960.

Kamiab F, Talaie A, Javanshah A, Khezri M, Khalighi A (2012). Effect of long-term salinity on growth, chemical composition and mineral elements of pistachio (Pistacia vera cv. Badami-Zarand) rootstock seedlings. Annals of Biological Research 3: 5545-5551.

Kamiab F, Talaie A, Khezri M, Javanshah A (2013). Exogenous application of free polyamines enhances salt tolerance of pistachio (Pistacia vera L.) seedlings. Plant Growth Regul 72:  257-268.

Kanlaya KN, Sakda D, Chaisiri W, Sumontip B, Manit K, Piyada T (2005). Protein profiles in response to salt stress in leaf sheaths of rice seedlings. Science Asia 31: 403-408.

Karimi HR, Zamani Z, Ebadi A, Fatahi R (2012). Effects of water salinity on growth indices and physiological parameters in some wild pistachio. International Journal of Nuts and Related Sciences 3: 41-48.

Laemmli UK (1970). Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227: 680-685.

Lichtenthaler HK (1987). Chlorophylls and carotenoids pigments of photosynthetic biomemberanes. Methods in Enzymology 148: 350-382.

Mahmoodzadeh H (2009). Protein profiles in response to salt stress in seeds of Brassica napus. Research Journal of Environmental Science 3: 225-231.

Maleki Kuhbanani A, Karimi HR (2013). An Evaluation of the Resistance of Pistachio Rootstocks and One Inter-spicific Hybrid, P. atlantica × P. vera cv. ‘Badami-Riz- Zarand’ against Drought Stress. Iranian, Journal of Horticultural Science 44: 81-93 (In Persian).

Mohammadkhani N (2014). Expression of related proteins and aquaporin genes in grape (Vitis vinifera L.) under salinity stress. Iranian, Journal of Genetics and Plant Breeding 3: 8-18 (In Persian).

Munns R (2002). Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell and Environment 25: 239-250.

Nakano Y, Asada K (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology 22: 867-880.

Niazi A, Ramezan A, Dinari A (2014). GSTF1 Gene Expression Analysis in Cultivated Wheat Plants under Salinity and ABA Treatments. Iranian, Molecular Biology Research Communications 3: 9-19.

Panahi B,  Esmaeilpoor A, Farbod F, Moazenpoor Kermani M, Farivar mihan H (2001). Pistachio handbook: planting, maintaining and harvesting, pp. 54 (In Persian).

Pe´rez-Pe´rez JG, Robles JM, Tovar JC, Botia P (2009). Response to drought and salt stress of lemon ‘Fino 49’ under field conditions: Water relations, osmotic adjustment and gas exchange. Scientia Horticulturae 122: 83–90.

Plewa MJ, Smith SR, Wagner ED (1991). Diethyldithiocarbamate suppresses the plant activation of aromatic amines into mutagens by inhibiting tobacco cell peroxidase. Mutation Research 247: 57-64.

Sohrabi N, Tajabadipour A, Motamed N, Seyedi M (2011). A change in leaves protein pattern of some pistachio cultivars under salinity condition. International Journal of Nuts and Related Sciences 2: 67-74.

Vatankhah E, Motamed N, Ebrahimzadeh H (2007). Comparative analysis of proteins in leave and bud of olive (Olea europaea L. cv. Zard) during fruit ripening in On year. Pajouhesh and Sazandegi 74: 161-164 (In Persian).

Verslues PE, Agarwal M, Katiyar-Agarwal S, Zhu JH, Zhu JK (2006). Methods and concepts in quantifying resistance to drought, salt and freezing, abiotic stresses that affect plant water status. Plant Journal 45: 523–539.

Witzel K, Weidner A, Surabhi GK, Börner A, Mock HP (2009). Salt stress-induced alterations in the root proteome of barley genotypes with contrasting response towards salinity. Journal of Experimental Botany 60: 3545–3557.

Xu X, Peng G, Wu C, Korpelainen H, Li C (2008). Drought inhibits photosynthetic capacity more in females than in males of Populus cathayana. Tree Physiology 28: 1751–1759.

Zinati Z, Alemzadeh A. Ebrahimie E, Niazi A (2015). Assessment of the expression pattern of a gene encoding plasma membrane pump under salt stress in the shoots of resistant and sensitive wheat cultivars and its wild relative, Aegilops crassa. Journal of Agricultural Biotechnology 7: 134-148 (In Persian).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


Study of protein expression pattern and some morphological and biochemical characteristics of Badami-Sefid and Badami-Zarand pistachio rootstocks under salt stress

 

Bagherzadeh E.1, Kavosi H.R.1, Khezri M.*2, Mirzaei S.3

 

1Department of Biotechnology, Faculty of Agriculture, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran.

2 Department of Horticultural Sciences, Faculty of Agriculture, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran.

3 Research and Technology Institute of Plant Production (RTIPP), Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran.

4Department of Biotechnology, Research Institute for Science and High Technology and Environmental Sciences, Graduate University of Advanced Technology, Kerman, Iran.

 

 

Abstract

Salinity stress is one of the most important environmental stresses affecting pistachio trees and causes decrease its production. In this experiment the effect of salinity stress on protein expression pattern, the content of proline and antioxidant enzymes (catalase, gayacol peroxidase, ascorbate peroxidase and superoxide dismutase) were carried out on two pistachio rootstocks including of Badami-Sefid and Badiami-Zarand. The experiment was performed as factorial based on Completely Randomized Design in a controlled greenhouse condition with three treatments and 20 replications. In this research, three salinity treatments were used include control (distilled water), moderate stress (60 mM NaCl) and severe stress (120 mM NaCl). After appearing the salt stress symptoms (decrease of vegetative growth and leaf area), protein pattern and some morphological and biochemical characteristics were determined. Results showed that protein expression pattern, vegetative growth and biochemical characteristics were affected by salinity treatments and responses of the two rootstocks were completely different. Under salinity stress, Badami-Sefid rootstock exhibited more protein bands reduction and elimination compared to Badami-Zarand. Results also showed that vegetative growth and total chlorophyll content in Badami-Sefid rootstock were decreased more than Badami-Zarand under salinity stress. Also, it has been found that by increasing salinity levels, proline content and antioxidant enzyme activities were higher in Badami-Zarand compared to Badami-Sefid. It seems that Badami-Zarand rootstock has more ability to keep leaf proteins and therefore, higher resistance to salinity stress.

 

Keywords: Pistachio, Salinity stress, Protein band patterns, Antioxidant enzymes.



* نویسنده مسئول: مسعود خضری                     تلفن: 09132983672                                               Email: masoodkhezri@gmail .com

[1] . Genomics

[2].  Proteomics

[3]. Fixing solution

[4]. Sensitizer solution

[5]. Developer solution

[6]. Stop solution

* Corresponding Author: Khezri M.                   Tel: 09132983672            Email: masoodkhezri@gmail .com

 
Anjum S, Xie X, Wan LG, Saleem M, Man C, Li W (2011). Morpho logical, physiological biochemical responses of plants to drought stress. African and Journal of Agriculture Research 6: 2026-2032.
Anonymous (2015). Statistics of Horticultural Crops (Year 2014). Statistic and Technology Office of Ministry of Agriculture-Jahad, pp. 114 (In Persian).
Ashraf M, Harris PJC (2004). Potential biochemical indicators of salinity tolerance in plants. Plant Science 166: 3–16.
Bates LS, Waldren RP, Teare ID (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant Soil 39: 205-207.
Blum H, Beier H, Gross HJ (1987). Improved silver staining of plant proteins, RNA and DNA in polyacrylamide gels. Electrophoresis 8: 93-99.
Bradford MM (1976). A rapid and sensitive method for quatition of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochem 72: 248-254.
Chotechuen S (2001). Responses of rice (Oryza sativa L.) to salt stress. Proceeding of the Rice Research Seminar. March. 5-6, 2001. Sra Kaew, Thailand. pp. 34-76.
Dhindsa RS, Dhindsa P, Thorpe AT (1981). Leaf senescence correlated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxidation and decrease levels of superoxide dismutase and catalase. Journal Experimental Botany 32: 93-101.
Ferreira-Silva SL, Silveira J, Voigt E, Soares L, Viegas R (2008). Changes in physiological indicators associated with salt tolerance in two contrasting cashew rootstocks. Brazilian Journal of Plant Physiology 20: 51-59.
Garaghanipur N, Shiran B, Khodambashie M, Molaie AR (2014). Study of Proline accumulation and gene expression of P5CS in leaves and flower buds of common bean cultivars under drought stress. Journal of Agricultural Biotechnology 6: 129-141 (In Persian).
Ghaffaria A,  Gharechahib J,  Nakhodaa B, Hosseini Salekdeh G (2014). Physiology and proteome responses of two contrasting rice mutants and their wild type parent under salt stress conditions at the vegetative stage. Journal of Plant Physiology 171: 31–44.
Gholamia M, Rahemi M, Kholdebarinc B, Rastegar S (2012). Biochemical responses in leaves of four fig cultivars subjected to water stress and recovery. Scientia Horticulturae. 148: 109–117.
Gianopolitis CN, Ries SK (1977). Superoxide dismutase: purification and quantitative relationship with water-soluble protein in seedling. Plant Physiology 59: 315–318.
Gomathi R, Vasantha S, Shiyamala S, Rakkiyappan P (2013). Differential accumulation of salt induced proteins in contrasting sugarcane genotypes.  EJBS 6: 7-11.
Hajheidari M, Abdollahian N, Heidari M, Sadeghian SY, Ober ES, Hosseini Salekdeh Gh (2005). Proteome analysis of sugar beet leaves under drought stress. Proteomics 5: 950-960.
Kamiab F, Talaie A, Javanshah A, Khezri M, Khalighi A (2012). Effect of long-term salinity on growth, chemical composition and mineral elements of pistachio (Pistacia vera cv. Badami-Zarand) rootstock seedlings. Annals off Biological Research 3: 5545-5551.
Kamiab F, Talaie A, Khezri M, Javanshah A (2013). Exogenous application of free polyamines enhances salt tolerance of pistachio (Pistacia vera L.) seedlings. Plant Growth Regul 72:  257-2688.
Kanlaya KN, Sakda D, Chaisiri W, Sumontip B, Manit K, Piyada T (2005). Protein profiles in response to salt stress in leaf sheaths of rice seedlings. Science Asia 31: 403-408.
Karimi HR, Zamani Z, Ebadi A, Fatahi R (2012). Effects of water salinity on growth indices and physiological parameters in some wild pistachio. International Journal of Nuts and Related Sciences 3: 41-48.
Laemmli UK (1970). Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227: 680-685.
Lichtenthaler HK (1987). Chlorophylls and carotenoids pigments of photosynthetic biomemberanes. Methods in Enzymology 148: 350-382.
Mahmoodzadeh H (2009). Protein profiles in response to salt stress in seeds of Brassica napus. Research Journal of Environmental Science 3: 225-231.
Maleki Kuhbanani A, Karimi HR (2013). An Evaluation of the Resistance of Pistachio Rootstocks and One Inter-spicific Hybrid, P. atlantica × P. vera cv. ‘Badami-Riz- Zarand’ against Drought Stress. Iranian, Journal of Horticultural Sciencee 44: 81-93 (In Persian).
Mohammadkhani N (2014). Expression of related proteins and aquaporin genes in grape (Vitis vinifera L.) under salinity stress. Iranian, Journal of Genetics and Plant Breeding 3: 8-18 (In Persian).
Munns R (2002). Comparative physiology of salt and water stress. Plant Cell and Environment 25: 239-250.
Nakano Y, Asada K (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology 22: 867-880.
Niazi A, Ramezan A, Dinari A (2014). GSTF1 Gene Expression Analysis in Cultivated Wheat Plants under Salinity and ABA Treatments. Iranian, Molecular Biology Research Communications 3: 9-19.
Panahi B,  Esmaeilpoor A, Farbod F, Moazenpoor Kermani M, Farivar mihan H (2001). Pistachio handbook: planting, maintaining and harvesting, pp. 54 (In Persian).
Pe´rez-Pe´rez JG, Robles JM, Tovar JC, Botia P (2009). Response to drought and salt stress of lemon ‘Fino 49’ under field conditions: Water relations, osmotic adjustment and gas exchange. Scientia Horticulturae 122: 83–90.
Plewa MJ, Smith SR, Wagner ED (1991). Diethyldithiocarbamate suppresses the plant activation of aromatic amines into mutagens by inhibiting tobacco cell peroxidase. Mutation Research 247: 57-64.
Sohrabi N, Tajabadipour A, Motamed N, Seyedi M (2011). A change in leaves protein pattern of some pistachio cultivars under salinity condition. International Journal of Nuts and Related Sciences 2: 67-74.
Vatankhah E, Motamed N, Ebrahimzadeh H (2007). Comparative analysis of proteins in leave and bud of olive (Olea europaea L. cv. Zard) during fruit ripening in On year. Pajouhesh and Sazandegi 74: 161-164 (In Persiann).
Verslues PE, Agarwal M, Katiyar-Agarwal S, Zhu JH, Zhu JK (2006). Methods and concepts in quantifying resistance to drought, salt and freezing, abiotic stresses that affect plant water status. Plant Journal 45: 523–539.
Witzel K, Weidner A, Surabhi GK, Börner A, Mock HP (2009). Salt stress-induced alterations in the root proteome of barley genotypes with contrasting response towards salinity. Journal of Experimental Botany 60: 3545–3557.
Xu X, Peng G, Wu C, Korpelainen H, Li C (2008). Drought inhibits photosynthetic capacity more in females than in males of Populus cathayana. Tree Physiology 28: 1751–1759.
Zinati Z, Alemzadeh A. Ebrahimie E, Niazi A (2015). Assessment of the expression pattern of a gene encoding plasma membrane pump under salt stress in the shoots of resistant and sensitive wheat cultivars and its wild relative, Aegilops crassa. Journal of Agricultural Biotechnology 7: 134-148 (In Persian).