Evaluation of spring canola cultivars in terms of some morphological and physiological traits under drought stress and proteome analysis of the most tolerant and susceptible ones

Document Type : Research Paper

Authors

1 Assistant Professor, Department of Agriculture, Payame Noor University, Iran

2 2Assistant Professor, Department of Agriculture, Payame Noor University, Iran

Abstract

In this research, considering the importance of drought and canola, an experiment was done as factorial in a Randomized Complete Block Design using ten spring canola cultivars with hydroponic method in seedling stage and with induced of drought stress by PEG6000. Two weeks after of the stress induction and at the end of the rossete stage, samples were taken. The results showed that the value of morphological and physiological traits was declined under drought stress. Also the studied cultivars were varied in response to drought stress and in general, the most tolerant and sensitive cultivars for studied traits were SW5001 and Sarigol cultivars, respectively that to graduate studies on these two cultivars proteome analysis was performed. To study the pattern of protein, extraction of protein from leaf tissue was performed and the first dimension electrophoresis using IPG strips and second dimension electrophoresis was performed by SDS-PAGE technique and after the gels staining with commassie blue, gels imaging with scanner and protein analysis with PDQuest software was done. Finally a total of 25 protein spots between control plants and under drought stress for both cultivars were detected that of these, 15 protein spots were common between two cultivars and six unique protein spots for tolerant cultivar and four unique protein spots for susceptible cultivar. After detection these proteins with mass spectrometry, overall, the most common protein groups between two cultivars were involved proteins in photo-reaction of photosynthesis, Calvin cycle and detoxifying enzymes. In total, the most important cause of the sensitivity and tolerance of canola cultivars different expression and unique expression of proteins into cultivars and finally effects of them on other were obtained.

Keywords


ارزیابی ارقام کلزای بهاره از نظر برخی صفات مورفولوژیک و فیزیولوژیک تحت تنش خشکی و تجزیه پروتئوم متحمل­ترین و حساس­ترین آنها

 

معروف خلیلی*1، محمدرضا نقوی2

1استادیار بخش کشاورزی، دانشگاه پیام نور، ایران

2استادیار بخش کشاورزی، دانشگاه پیام نور، ایران

تاریخ دریافت: 27/09/1395، تاریخ پذیرش: 09/02/1396

چکیده

در این پژوهش با توجه به اهمیت تنش خشکی و همچنین گیاه کلزا، آزمایشی بصورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی با استفاده از ده رقم کلزای بهاره در مرحلة گیاهچه‌ای به روش کشت هیدروپونیک و با اعمال تنش خشکی ناشی از PEG6000 انجام شد. دو هفته پس از اعمال تنش و در پایان مرحله روزت نمونه­برداری انجام شد. نتایج نشان داد که در شرایط تنش ارزش صفات مورفولوژیک و فیزیولوژیک کاهش یافت. همچنین بین ارقام مورد مطالعه از لحاظ پاسخ به تنش خشکی تنوع وجود داشت و در مجموع متحمل­ترین و حساس­ترین ارقام از نظر صفات مطالعه شده بترتیب رقم SW5001 و Sarigol بودند که برای مطالعات تکمیلی روی این دو رقم تجزیه پروتئوم انجام شد. برای بررسی الگوی پروتئینی، استخراج پروتئین از بافت برگی انجام و الکتروفورز بعد اول به روش نوارهای IPG و الکتروفورز بعد دوم با تکنیک SDS-PAGE اجرا شد و پس از رنگ آمیزی با آبی کوماسی تصویربرداری از ژل‌ها و تجزیه لکه‌های پروتئینی با نرم­افزار PDQuest انجام شد. در نهایت تعداد 25 لکه پروتئینی معنی­دار بین گیاهان شاهد و تحت تنش­ خشکی برای هر دو رقم، تشخیص داده شدند که از این تعداد 15 لکه پروتئینی بین دو رقم مشترک بودند و تعداد شش لکه پروتئینی منحصر به رقم متحمل و چهار لکه پروتئینی منحصر به رقم حساس بودند. پس از شناسایی این پروتئین­ها با طیف­سنجی جرمی، در مجموع بیشترین گروه­های پروتئینی مشترک بین دو رقم، پروتئین­های دخیل در واکنش نوری فتوسنتز، چرخه کالوین و پروتئین­های سم­زدا بودند. در مجموع مهمترین دلیل حساسیت و تحمل ارقام در کلزا بیان متفاوت و القای منحصر به فرد پروتئین­ها و در نهایت تأثیر آنها روی سایر صفات بدست آمد.

واژه­های کلیدی: پروتئومیک، تنش خشکی، صفات فیزیولوژیک، کلزا.



مقدمه

تنش خشکی یکی از علل اصلی خسارت به گیاهان زراعی در سرتاسر جهان از طریق کاهش میانگین عملکرد تا میزان 50 درصد می‌باشد (Wange et al., 2003). تنش خشکی هنگامی افزایش می‌یابد که میزان تبخیر بالای برگها از ظرفیت و توانایی ریشه‌ها برای جذب آب از خاک تجاوز نموده و فراتر رود (Edmeads et al., 1989). با توجه به اینکه ایران جزء مناطق خشک و نیمه خشک دنیا محسوب می­شود، در چنین مناطقی نوسانات بارندگی نیز زیاد بوده و ممکن است برخی از مراحل مهم رشدی گیاه به دلیل کم آبی تحت تأثیر کاهش پتانسیل آب خاک قرار گیرد (Noroozi & Kazemi, 2012). تحمل خشکی از نظر ژنتیکی یک صفت ساده نبوده، بلکه صفتی کمی و پیچیده با جنبه­های مختلف می­باشد که بطور مثال با صفات محتوای آب نسبی برگ، پتانسیل کل آب برگ، پتانسیل اسمزی، فلورسانس کلروفیل، تجمع پرولین، تجمع آبسیزیک اسید و تنظیم اسمزی ارتباط دارد (Reynolds et al., 1994). بعبارت دیگر، ویژگیهای فیزیولوژیکی متعددی می‌توانند در تداوم رشد تحت شرایط خشکی مشارکت کنند. فرآیندهای فیزیولوژیکی در گیاهان عمدتاً تابع آب در گیاه بوده و به طور غیرمستقیم تحت تأثیر تنش آب در خاک قرار دارند (Kramer, 1969). از طرف دیگر، مقدار آب نسبی برگ ([1]RWC) یک صفت فیزیولوژیکی است که بارها بعنوان معیار گزینش برای تحمل خشکی پیشنهاد شده است (Schonfeld et al., 1988). در مورد گونه‌های جنس Brassica اظهار شده است که ارتباط دقیقی بین تولید زیست توده و مقدار آب وجود دارد (Ashraf & Mehmood, 1990). همچنین، تنظیم اسمزی یک سازوکار سازگاری به کمبود آب می‌باشد که با افزایش میزان املاح در سلولها می‌تواند باعث حفظ تورم و فرآیندهای مربوطه در پتانسیل‌های آب پایین گردد (Kumar et al., 1984). حفاظت از پتانسیل اسمزی مثبت برگ با تجمع ترکیباتی مثل مانیتول، رافینوز، تری هالوز، پرولین و گلایسین بتائین که اصطلاحاً محلول‌های سازگار نامیده می‌شود بدست می اید (Verslues et al., 2007). اظهار شده است که پتانسیل آب بافت گیاهان در بین لاین‌های مقاوم و حساس به خشکی متفاوت است (Kumar & Elston, 1992). با توجه به نتایج آزمایشات مشخص شده است که پتانسیل آب برگ تحت شرایط تنش خشکی معمولاً افت می‌کند (Kumar & Elston, 1992). به نظر می‌رسد تنظیم اسمزی در گونه‌های جنس Brassica به صورت مثبت با عملکرد دانه در ارتباط می‌باشد. بعنوان مثال خردل هندی در شرایط تنش خشکی دانه‌های بیشتری در خورجین خود نگه می‌دارد که علت این امر وجود سازوکار تنظیم اسمزی در دوره بحرانی برای سقط دانه و نیز کارآیی بالاتر مصرف آب ‌باشد (Orama & Kirk, 1993). از طرف دیگر، از جمله رویدادهای مهم بیوشیمایی در گیاهان تحت تنش، تغییرات به صورت کاهش یا افزایش پروتئین، محلولهای قندی و پرولین می‌باشد (Paleg & Aspinall, 1989). پرولین بعنوان یک اسمولیت برای تنظیم اسمزی است و توزیع آن ساختار دیواره سلولی و پروتئین‌ها را پایدار می‌کند و رادیکالهای آزاد را حذف می‌کند (Srnivas & Subramanian, 1993). میزان تجمع پرولین در تنش متوسط یا شدید نسبت به سایر اسید آمینه‌ها افزایش می‌یابد. پرولین بعنوان یک مخزن ذخیره نیتروژن و یا ماده محلولی که پتانسیل اسمزی سیتوپلاسم را کاهش می­دهد عمل می­نماید و گیاه را در تحمل به تنش یاری می‌دهد (Srnivas & Subramanian, 1993). نشان داده شده است که وقتی برگهای کلزا بصورت جدا کشت در محیط آزمایشگاهی تحت تنش اسمزی بالایی قرار داده می­شوند، میزان پرولین زیادی در برگها تجمع می­یابد (Valeri et al., 2002). هم چنین گزارش شده است که میزان پرولین تجمع یافته در برگهایی که تحت تنش ملایم بودند حدود 200 میکرومول بر گرم وزن خشک افزایش یافته و ثابت باقی می­ماند (Valeri et al., 2002).

شاخص کلروفیل برگها یک شاخص مفید نشان­دهنده پتانسیل فتوسنتزی و قدرت عمومی گیاه می‌باشد (Alonso et al., 2002). در بافت سبز، پرتوهای فعال فتوسنتزی بوسیله کلروفیل و رنگدانه‌های جانبی جذب می‌شوند و به مرکز فعالیت فتوسیستم I و II، جائیکه تغییر و تبدیل فرآیند‌های فتوسنتزی در آنجا اتفاق می‌افتد، حرکت می‌کنند (Horton et al., 1996). اندازه‌گیری فلورسانس کلروفیل یک تکنیک نسبتاً جدیدی است که برای ارزیابی فعالیت‌های فتوسنتزی گیاهان در مزرعه بکار می‌رود (Kocheva et al., 2004). این تکنیک بر اساس محاسبات فیزیولوژیکی پایه‌ریزی شده و بازده سازوکار برداشت و جذب نور را در ارتباط با فعالیت‌های فتوسیستم II  کلروفیل اندازه‌گیری می‌کند (Maxwell & Johnson, 2000). گزارش شده است که میزان عملکرد فتوشیمیایی در فتوسیستم II (Fv/Fm) تحت شرایط غیر تنش بدون تغییر، اما تحت تنش خشکی کاهش یافت (Mohammadian et al., 2003). همبستگی معنی­داری بین Fv/Fm و پتانسیل آب برگ در گیاهان تحت تنش گزارش شده است. در این آزمایش وقتی پتانسیل آب برگ به کمتر از 9/0 مگا پاسگال رسید نسبت Fv/Fm کاهش یافت (Zulini et al., 2002).

در مجموع می­توان نتیجه گرفت که تحمل خشکی در گیاهان پدیده پیچیده­ای است و با انواع سازوکارهای فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی و مولکولی در ارتباط است. در این راستا پروتئومیک یکی از رهیافتهای مهم برای درک اساس مولکولی تحمل تنش است تا تغییرات القا شده توسط تنش در سطح پروتئین­ها مورد شناسایی و بررسی قرار گیرد (Thiellement et al., 2002). بمنظور ارزیابی تأثیر تنش خشکی در مراحل اولیه رشد برنج بر تغییرات بیان پروتئین­های غلاف برگ این گیاه آزمایشی انجام شد (Ali & Komatsu, 2006).  گیاهچه­های دو هفته­ای برنج به مدت دو تا شش روز تحت تنش خشکی قرار داده شد و تجزیه پروتئوم توسط الکتروفورز دوبعدی با بعد اولIEF  و بعد دوم SDS-PAGE، رنگ آمیزی آبی کوماسی و توالی­یابی کروماتوگرافی مایع انجام گرفت. نتایج نشان داد که تعداد 10 پروتئین افزایش بیان و 2 پروتئین کاهش بیان معنی­داری دارند که با گروهبندی این پروتئین­ها مشخص شد که در فعالیت­های دفاعی، تأمین انرژی، متابولیسم، ساختار سلولی و ترارسانی پیام  نقش داشتند. همچنین اظهار شده است که فاکتور actin depolymerizing یک پروتئین هدف القایی تحت تنش خشکی می­باشد (Ali & Komatsu, 2006). در آزمایش دیگری روی گندم دوروم که توسط Caruso et al. (2009) انجام شد، تنش خشکی به مدت هفت روز بر گیاهچه­های هفت روزه اعمال و با گیاهان شاهد مقایسه گردید. تجزیه پروتئوم توسط الکتروفورز دوبعدی در بعد اول به صورت IPG و بعد دوم SDS-PAGE، رنگ آمیزی توسط کوماسی و طیف سنجی جرمی نشان داد که 36 لکه پروتئینی به صورت تکرار­پذیر دارای تغییرات بیان معنی­دار بین تنش و شاهد بودند. با گروهبندی این پروتئین­ها مشخص شد که سهم نسبی این پروتئین­ها بصورت دخالت در گلیکولیز، 18%؛ دخیل در حذف گونه­های فعال اکسیژن (ROS)، 15%؛ دخیل در بیوسنتز اسیدهای آمینه، 12%؛ در چرخه کالوین، 9%؛ در سازوکار­های دفاعی، 6%؛ و در تنظیم پس از ترجمه، 3% بود. همچنین در تجزیه پروتئوم ژنوتیپ­های جو تحت تنش خشکی اظهار شده است که در مطالعه ژنوتیپ­های متحمل و حساس پروتئین­های دخیل در فتوسنتز همراه با سنتز آمینواسیدها و پروتئین­های مرتبط با degradation بیان متفاوتی داشتند (Kausar et al., 2013). این نتایج نشاندهنده نقش مهم پروتئین­های مرتبط با متابولیسم کلروپلاستی و تولید انرژی در سازگاری با شرایط تنش کمبود آب در مرحله گیاهچه­ای می­باشد. در این راستا، هدف این پژوهش مقایسه و بررسی واکنش فیزیولوژیکی و مورفولوژیک ارقام کلزا تحت تنش خشکی و در نهایت بررسی الگوی الکتروفورز دوبعدی حساس­ترین و متحمل­ترین ارقام کلزا تحت تنش خشکی و در نتیجه شناسایی پروتئین­های دارای تغییرات بیان معنی­دار تحت تنش و بررسی نقش این پروتئین­ها در مسیرهای ترارسانی مولکولی بود.

 

مواد و روش­ها

در این پژوهش ده رقم کلزای بهاره در مرحلة رشد رویشی (گیاهچه‌ای) به روش کشت سیستم آبکشت (هیدروپونیک) در سال 1394 در گلخانه تحقیقاتی دانشگاه مهاباد از نظر پاسخ به تنش خشکی مورد ارزیابی قرار گرفتند. مواد گیاهی مورد استفاده در این پژوهش شامل ارقامOlga ، Sarigol، Heros، Cracker،Option500 ، Comet،Hyola308 ،Amica ، Eagle و SW500l بودند که جزو ارقام بهاره کلزا در کشور طبقه­بندی می­شوند. در این پژوهش تنش خشکی با استفاده از PEG6000 اعمال گردید. مواد گیاهی مورد استفاده در این پژوهش در آزمایشی بصورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی با چهار تکرار مورد ارزیابی قرار گرفتند. در آزمایش تنش خشکی فاکتور تنش شامل شاهد (بدون استفاده از PEG6000) و PEG6000 20% (-0.52MP) حجمی بودند. دو هفته پس از اعمال تنش خشکی و در پایان مرحله روزت نمونه­برداری از کلیه واحدهای آزمایشی انجام شد. سپس محتوای آب نسبی برگها به روش Morant-Manceau et al., (2004) محاسبه شد. برای تعیین پتانسیل آب برگ از دستگاه محفظه فشار مدل (Soil Moistur Equipment crop, Sanat  Barbara, CA) استفاده گردید. پتانسیل اسمزی نیز با استفاده از دستگاه اسمومتر(مدل Osmomat o10, Gonotec) اندازه‌گیری شد. برای تعیین میزان هدایت روزنه‌ای برگ از دستگاه پرومتر (Delta-T Devices, Cambridge, UK) استفاده گردید. از طرف دیگر برای اندازه­گیری فلورسانس از دستگاه فلورومتر (مدل Opti Science, OS-3OMSA) استفاده شد. همچنین، شاخص کلروفیل برگها با استفاده از دستگاه کلروفیل متر(مدل SPAD-502, Mlolta, Japan) مشخص شد. غلظت پرولین برگ به روش بیتس و همکاران (Bates et al., 1973) و میزان گلایسین بتائین نیز به روش گریو و گراتن (Grieve & Grattan, 1983) و با اسپکتروفتومتر تعیین شد. همچنین شاخص سطح ویژه برگ از طریق محاسبه نسبت سطح برگ دوم (سانتی­متر مربع) به وزن خشک برگ (گرم) آن به دست آمد (Arias, 2007). پس از جمع­آوری داده­های مربوط به صفات مورد مطالعه، تجزیه واریانس برای صفات مورد مطالعه بر اساس طرح آزمایشی و همچنین مقایسه میانگین برای سطوح تنش و ارقام به روش دانکن در سطح احتمال 5% با استفاده از نرم­افزار SPSS انجام شد.

از طرف دیگر برای تجزیه پروتئوم، استخراج پروتئین کل برگ (Damerval et al., 1986) از هر دو رقم Sarigol وSW5001  انجام شد و الکتروفورز بعد اول به روش نوارهای IPG (تهیه شده از شرکت Pharmacia) و الکتروفورز بعد دوم به روش SDS-PAGE (Herbert, 1999) اجرا شد. رنگ آمیزی با استفاده از محلول آبی کوماسی انجام و در نهایت لکه­های پروتئینی تکراردار در دو رقم متحمل و حساس توسط نرم­افزار PDQuest شناسایی و برچسب زده شد. درصد حجمی این نقاط تکراردار که توسط نرم­افزار کمی شده بودند، مورد تجزیه واریانس قرار گرفتند. در تجزیه واریانس برای انتخاب نقاط پروتئینی که نسبت به تنش عکس­العمل معنی­دار نشان داده بودند، سطح احتمال معنی­داری 5% مد نظر قرار گرفت. از بین نقاط انتخاب شدة معنی­دار، نقاطی که (Induction Factor) IF  آنها بزرگتر از 2 و یا کوچکتر از 5/0 بود، مورد انتخاب نهایی قرار گرفتند. نقطه­ای دارای IF بزرگتر از واحد است که تحت تنش خشکی افزایش بیان نشان داده است. برای کاهش ریسک این مقدار بزرگتر از 2 گرفته شد. در مقابل، نقاط دارایIF کمتر از واحد دارای کاهش بیان تحت تنش خشکی هستند و در اینجا هم برای کاهش ریسک، مقدار کمتر از 5/0 مد نظر قرار گرفت. در نهایت پس از هضم آنزیمی لکه­های پروتئینی هدف، از دستگاه طیف سنجی جرمی دو مرحله­ای (MS/MS) مدلOptizen 2120 UV plus  مستقر در آزمایشگاه بیولوژی سلولی دانشگاه توشای ایتالیا برای شناسایی لکه­ها استفاده شد (Damerval et al., 1986).

 

نتایج و بحث

تجزیه واریانس، تفاوت معنی­داری بین ارقام برای تمامی صفات مطالعه شده بجز فلورسانس کلروفیل و گلایسین بتائین نشان داد. بعلاوه، تفاوت معنی­داری تحت تنش خشکی برای کلیه صفات بجز گلایسین بتائین مشاهده شد. در ضمن، برهمکنش ژنوتیپ×تنش برای هیچکدام از صفات مطالعه شده معنی­دار نبود. علاوه بر آن، کمترین ضریب تغییرات مربوط به صفات مقدار آب نسبی برگ (12/4%) و پتانسیل کل آب برگ (09/7%) و بیشترین آن مربوط به سطح ویژه برگ (89/16%) و وزن خشک برگ (90/15%) بود. به نظر می‌رسد که سطح ویژه برگ و وزن خشک برگ بیشتر از سایر صفات تحت تأثیر محیط قرار می­گیرند (جدول ‏1).

ارتفاع بوته و وزن خشک بوته جزء صفات مورفولوژیکی می­باشند که تحت تأثیر تنش خشکی مقدار آنها کاهش یافت و بین سطوح تنش از لحاظ این صفات اختلاف معنی‌دار وجود داشت (جدول 1). همچنین بین ارقام از نظر این صفات در میانگین سطوح تنش اختلاف معنی­داری مشاهده شد. در این مطالعه بیشترین میانگین ارتفاع بوته مربوط به ارقام Hyola308، SW5001، Olga و Cracker و کمترین آن مربوط به رقم Sarigol و Comet بودند. همچنین ارقام Hyola308 و SW5001 تحت شرایط تنش دارای بیشترین وزن خشک بوته و Sarigol کمترین وزن خشک بوته را داشت (جدول 2).

 

 


جدول 1- تجزیه واریانس صفات مطالعه شده ارقام کلزا تحت تنش خشکی.

Table 1- Analysis of variance of studied traits for canola cultivars under drought stress.

میانگین مربعات                Mean of Squares

درجه آزادی

degree of freedom

منابع تغییر

Sources of variation

هدایت روزنه‌ای برگ

Stomata Conductivity

دمای برگ

Leaf Temprature

سطح ویژه برگ Special Leaf Area

وزن خشک برگ

Leaf Dry Weight

تعداد برگ در بوته

Number of Leaf per Plant

وزن خشک بوته Plant Dry Weight

ارتفاع بوته Plant Height

0.011

0.116

**1544.78

0.014

3.67

0.04

3.07

3

تکرار

Replication

**0.031

**24.87

**1278.01

**3.76

**21.36

**7.34

**723.76

1

تنش

Stress

**0.043

**12.98

**1263.92

**0.274

**23.90

**6.89

**52.45

9

رقم

Cultivar

0.021

0.103

289.21

0.014

1.70

0.024

6.13

9

رقم × تنش

Cultivar×Stress

0.017

0.198

756.51

0.029

1.98

0.045

10.93

57

خطا

Error

9.38

14.85

16.89

15.90

13.50

11.10

8.12

 

ضریب تغییرات (%)

CV (%)

ادامه جدول 1

Continue Table 1

میانگین مربعات

Mean of Squares

درجه آزادی

degree of freedom

منابع تغییر

Sources of variation

گلایسین بتائین

Glycine Betaine

پرولین

Proline

مقدار آب نسبی Relative Water Content

پتانسیل اسمزی

Osmotic Potential

پتانسیل کل آب برگ

Leaf Water Potential

فلورسانس کلروفیل

Florescence of chlorophyll

شاخص کلروفیل

Chlorophyll Index

0.011

0.157*

7.09

0.010

0.007

0.025

8.56

3

تکرار

Replication

0.064

**36.11

**126.67

**2.098

**3.980

**0.122

**97.23

1

تنش

Stress

0.068

**7.56

**100.12

**0.129

**0.230

0.044

**28.87

9

رقم

Cultivar

0.013

0.030

5.09

0.006

0.008

0.034

5.34

9

رقم × تنش

Cultivar×Stress

0.049

0.065

9.89

0.009

0.008

0.045

7.97

57

خطا

Error

12.09

12.56

4.12

8.45

7.09

9.13

8.52

 

ضریب تغییرات (%)

CV (%)

*و ** بترتیب اختلاف معنی­دار در سطح احتمال 5 و 1 درصد می­باشد.

* and ** are significant diferrence at the probability levels 5 and 1% respectively.


 

 

این نتایج با یافته­های حاصل از تحقیقاتet al., (2003)  Drecer در کلزا مطابقت داشت. از طرف دیگر، تعداد برگ در بوته و وزن خشک برگ، سطح ویژه برگ و دمای برگ از جمله صفاتی بودند که در این آزمایش تحت تأثیر تنش خشکی قرار گرفتند. تعداد برگ در بوته و وزن خشک برگ تحت تنش خشکی کاهش یافتند در حالی که سطح ویژه برگ و دمای برگ تحت تنش خشکی افزایش نشان دادند و مقدار این صفات با توجه به معنی­دار نبودن برهمکنش رقم در تنش، در سطوح تنش مقایسه شد و ارزش این صفات در ارقام Sarigol و SW5001 بترتیب کمترین و بیشترین مقدار بود. افزایش در سطح ویژه برگ تحت شرایط تنش خشکی ممکن است ناشی از، از دست دادن وزن برگ در مقایسه با کاهش سطح برگ باشد. اظهار شده است که افزایش سطح ویژه برگ در تنش خشکی ممکن است به جهت سازگاری با شرایط تنش اتفاق افتد (Araus et al., 1997). همچنین کاهش در وزن خشک برگ ممکن است ناشی از کاهش مواد خشک ناپایدار و یا افزایش ضخامت دیواره سلولی باشد (Lu & Neumann, 1999). Simane et al., (1993) گزارش کردند که همبستگی ضعیفی بین سطح ویژه برگ و عملکرد دانه وجود دارد. از طرف دیگر، Winter et al., (1988) تفاوت معنی­داری بین شرایط آبیاری شده و تنش خشکی از نظر دمای برگ گزارش کردند. محققان نشان داده­اند که گیاهانی که دمای برگ کمتری دارند، سرعت فتوسنتز بالاتری نشان می­دهند. سرعت فتوسنتزی کم در گیاهانی که دمای برگ بالاتری دارند می­تواند ناشی از افزایش تنفس باشد (Jones, 1983).

فلورسانس کلروفیل، شاخص کلروفیل و هدایت روزنه­ای از جمله صفات فیزیولوژیکی هستند که در ارتباط با فتوسنتز گیاه می‌باشند. در این تحقیق، تحت شرایط تنش کمبود آب هدایت روزنه­ای، فلورسانس کلروفیل و شاخص کلروفیل کاهش نشان دادند، در حالی که برای همه صفات بجز فلورسانس کلروفیل بین ارقام اختلاف معنی­دار بدست آمد. ارقام SW5001 و Cracker دارای میانگین بالائی برای فلورسانس کلروفیل بودند، در حالیکه رقم Sarigol تحت شرایط تنش میانگین پایینی را به خود اختصاص داد (جدول 2). برای شاخص کلروفیل نیز SW5001 و Cracker از جمله ارقامی بودند، که میانگین بیشتری را به خود اختصاص دادند، ولی Sarigol و Comet دارای میانگین پایین‌تری بودند (جدول 2). از طرف دیگر، تحت شرایط تنش کمبود آب هدایت روزنه­ای کاهش یافت که حاکی از بسته شدن روزنه­ها و جلوگیری از خروج آب به صورت بخارآب می‌باشد. با این حال رقم SW5001 در سطوح تنش بالاترین هدایت روزنه­ای را بخود اختصاص داد. در حالی که کمترین مقدار این صفت مربوط به رقم Sarigol بود (جدول 2). برای این صفت نیز بین سطوح تنش اختلاف معنی‌دار مشاهده شد (جدول 1). شاخص حساس تحمل سیستم فتوسنتزی به تنش­های محیطی، فلورسانس کلروفیل می­باشد (Maxwell & Johnson, 2000). Baker & Rosenquist, (2004) گزارش کردند که فلورسانس کلروفیل تحت شرایط تنش­کمبود آب، کاهش نشان می­دهد. الگوی تغییر فلورسانس کلروفیل مشاهده شده در این مطالعه، مشابه الگوی گزارش شده توسط برخی محققین می­باشد (Zlatev & Yordanov, 2004). از طرف دیگر، گزارشاتی در مورد کاهش میزان کلروفیل تحت شرایط تنش خشکی وجود دارد (Kuroda et al., 1990). همچنین گزارش شده است که میزان کلروفیل ارقام حساس و متحمل تحت تنش خشکی کاهش می­یابد ولی میزان کاهش این صفت برای ارقام حساس بیشتر است (Sairam & Tyagi, 2004).

تجزیه واریانس نشان داد که اثر تنش بر مقدار آب نسبی برگ، پتانسیل کل آب برگ و پتانسیل اسمزی معنی­دار بود و بین ارقام از نظر همه صفات فوق اختلاف معنی­داری وجود داشت ولی برهمکنش رقم×خشکی برای این خصوصیات غیر معنی­دار بود (جدول 1). مقدار آب نسبی برگ با افزایش تنش خشکی کاهش نشان داد (جدول 2) و تفاوت بین دو سطح تنش معنی دار بود. اگرچه بین ارقام کلزا از نظر این خصوصیت اختلاف معنی­داری وجود داشت ولی بیشتر ارقام دارای مقدار آب نسبی برگ بالایی بودند (جدول 2). رقم SW5001 همراه با ارقام Cracker و Hyola308 ارقام برتر از لحاظ این ویژگی بودند و ارقام Sarigol، Heros و Olga کمترین محتوای آب نسبی برگ را داشتند (جدول 2). گزارش های مختلف نشان داده اند که ژنوتیپ های مقاوم به تنش شوری و خشکی دارای مقدار آب نسبی برگ بیشتری نسبت به ژنوتیپ­های حساس هستند (Morant-Manceau et al., 2004). از طرف دیگر کاهش پتانسیل آب برگ و پتانسیل اسمزی برگ مکانیسم­هایی برای بقای گیاه به هنگام مواجه شدن با تنش کمبود آب محسوب می­شوند (Chimenti et al., 2002). کاهش پتانسیل اسمزی که منجر به حفظ فشار تورمی برگ می­گردد معمولاً از طریق افزایش و تجمع نمک­های محلول در سلول­های گیاهی صورت می­گیرد (Hasegawa et al., 2000). با مطالعه روی چند گونۀ جنس براسیکا نشان داده شد که پتانسیل آب گیاه به طور مستقیم با تورژسانس سلول و پتانسیل اسمزی ارتباط دارد و تورژسانس نیز در ارتباط با توسعه و تقسیم سلولی دارای اهمیت است (Kumar & Singh, 1998).

مقدار پرولین و گلایسین بتائین بر اثر تنش خشکی افزایش یافت (جدول 2). در بین ده رقم کلزا از لحاظ غلظت پرولین تفاوت معنی­داری وجود داشت ولی برای گلایسین بتائین تفاوت بین سطوح تنش و ارقام غیر­معنی­دار بود (جدول2). مقایسه میانگین­ها (جدول 2) نشان داد که افزایش پرولین در ارقام SW5001، Option500، Cracker و Hyola308 بیشتر از بقیه ارقام بود و اختلاف آنها با Sarigol، Comet،  Amica و Eagle معنی­دار بود. در شرایطی که سلول­ها در معرض دهیدراسیون آرام قرار می­گیرند محلول­های سازگارکننده در سلول­ها تجمع می­یابند و در نتیجه محتوای آب سلولی با وجود کاهش پتانسیل آبی بافت حفظ می­شود. گونه­ها و ارقام مختلف با توجه به نوع محلول­هایی که در خود انباشته می­کنند با یکدیگر فرق می­کنند (Chaparzadeh etal., 2003) و اسمولایت­هایی که نقش مهمی در تنظیم اسمزی ایفا می­کنند وابسته به نوع گونه گیاهی هستند. پرولین و گلایسین بتائین محلول­های سازگاری هستند که در پاسخ به تنش اسمزی انباشته می­شوند و تجمع این محلول­ها یک عکس­العمل مهم سازشی است (Allen et al., 1985). گزارش­های مختلف نشان می­دهد که میزان پرولین یکی از مهمترین معیارهای تحمل تنش در اغلب گونه­های گیاهی است و گزارش کرد که میزان پرولین در ارقام حساس به خشکی یک دوم تا یک سوم غلظت این اسمولایت در ارقام مقاوم بود (Allen et al., 1985). در رابطه با گلایسین بتائین که در بین ارقام اختلاف معنی­داری نشان نداد، به نظر می­رسد که برخلاف پرولین، تولید این ماده و افزایش آن تحت تنش خشکی یک پاسخ غیراختصاصی است. عدم دخالت گلایسین بتائین در تحمل تنش و اثر مثبت بر میزان رشد گیاه تحت تنش شوری در گونه­های Brassica، Triticum ،Agropyron و Elymus (Allen et al., 1985) گزارش شده است.

بنابر نتایج بدست آمده از مقایسه میانگین در مجموع رقم SW5001 متحمل­ترین و رقم Sarigol حساس­ترین ارقام شناخته شدند که برای مطالعه تکمیلی تجزیه پروتئوم روی این دو رقم انجام شد که نتایج آن در ادامه مقاله آورده شده است.

از مجموع لکه­های شناسایی شده تعداد 25 لکه پروتئینی بر روی ژل­های رنگ­آمیزی شده و با توجه به مقدار IF آنها انتخاب شدند. از بین این لکه­های پروتئینی، 15 لکه پروتئینی بین دو رقم مشترک بودند و شش لکه فقط در رقم SW5001 تغییر بیان داشتند و چهار لکه هم تنها در رقم Sarigol تحت تنش تغییر بیان معنی­دار نشان دادند و در مجموع 25 لکه پروتئینی پاسخ­دهنده به تنش خشکی در هر دو رقم شناسایی شد.

تصویر ژل الکتروفورز دوبعدی مربوط به دو رقم SW5001 و Sarigol تحت شرایط شاهد و تنش در شکل  1 و 2 نشان داده شده است. بر اساس نتایج می­توان اظهار داشت که در رقم متحمل کلزا تعداد پروتئین­های دارای افزایش بیان، در شرایط تنش خشکی نسبت به رقم حساس بیشتر بود (جدول 3 و 4).

 

 


جدول 2- مقایسه میانگین صفات مطالعه شده کلزا برای سطوح تنش خشکی و ارقام کلزا.

Table 2- Comparison of mean of studied traits for drought stress levels and canola cultivars.

هدایت روزنه‌ای برگ (سانتی­متر بر ثانیه)

Stomata Conductivity (cm2/s)

دمای برگ (درجه سانتی گراد)

Leaf Temprature (0C)

سطح ویژه برگ (سانتی متر مربع بر گرم)

Special Leaf Area (cm2/g)

وزن خشک برگ (گرم در بوته)

Leaf Dry Weight (g/plant)

تعداد برگ در بوته

Number of Leaf per Plant

وزن خشک بوته (گرم)

Plant Dry Weight (g)

ارتفاع بوته (سانتی متر)

Plant Height (cm)

سطوح خشکی

Drought levels

0.83a

22.95a

135.90a

1.63a

17.22a

10.08a

74.45a

شاهد Control

0.48b

26.99b

162.31b

1.39b

12.98b

7.56b

61.09b

تنش خشکی )PEG20%(

Drought stress

 

 

 

 

 

 

 

رقم­ Cultivar

0.68a

24.60a

145.34a

1.59ab

15.76b

8.89b

74.09a

Cracker

0.49b

26.21c

168.03c

1.38c

12.92d

7.12d

61.31b

Sarigol

0.50b

25.39b

149.98ab

1.45b

12.95d

7.89c

67.41ab

Heros

0.60ab

24.99ab

152.04b

1.57ab

14.76c

9.33ab

74.93a

Olga

0.61ab

25.76b

149.89ab

1.42c

12.93d

7.85c

67.07ab

Option500

0.58ab

24.63b

162.50c

1.42c

12.92d

7.36c

64.56b

Comet

0.71a

24.58a

142.39a

1.65a

16.89a

10.03a

75.40a

SW5001

0.61ab

25.59b

155.27b

1.54b

14.72c

9.01ab

68.90ab

Amica

0.61ab

24.90a

143.62a

1.61a

16.88a

9.98a

76.09a

Hyola308

0.63ab

25.99c

156.71b

1.51b

15.43b

8.93b

70.12ab

Eagle

 

 

بیشتر بودن تعداد پروتئین­های پاسخ دهنده به تنش در رقم SW5001 و همچنین افزایش بیان اکثر پروتئین­های معنی­دار در این رقم نسبت به رقم حساس بیانگر این است که این رقم با دخالت دادن پروتئین های مختلف و بیشتر بیان کردن آنها تحت تنش خشکی، عکس­العمل بهتری نسبت به رقم حساس جهت حفظ رشد خود داشته است. در مطالعه پروتئوم ارقام حساس و متحمل برنج نسبت به تنش خشکی، زیاد بودن تعداد پروتئین­های دارای افزایش بیان در رقم متحمل را گزارش شده است و این نتایج مشابه نتایج مطالعه حاضر روی دو رقم کلزا می­باشد (Hosseini  Salekdeh et al. 2002).

از بین پروتئین­های پاسخ­دهنده به تنش خشکی آنهایی که بر روی ژل­های رنگ­آمیزی شده با آبی کوماسی قابل مشاهده بودند، جدا شده و برای شناسایی با استفاده از طیف­سنجی جرمی استفاده شدند. 25 پروتئین پاسخ­دهنده به تنش خشکی با استفاده از روش MALDI TOF/TOF MS مورد شناسایی قرار گرفتند (جدول 3 و 4).

 

 


 

ادامه جدول 2            

Continue Table 2

گلایسین بتائین (µmol/g fw)

Glycine Betaine

پرولین(µmol/g

fw)

Proline

مقدار آب نسبی (%)

Relative Water Content (%)

پتانسیل اسمزی (مگاپاسکال)

Osmotic Potential (MPa)

پتانسیل کل آب برگ (مگاپاسکال)

Leaf Water Potential

فلورسانس کلروفیل

Florescence of chlorophyll

شاخص کلروفیل

Chlorophyll Index

سطوح خشکی

Drought levels

3.87a

5.95b

79.03a

-0.98b

-1.13a

0.8207a

40.78a

 شاهد Control

4.56a

11.08a

69.45b

-1.43a

-1.78b

0.7980b

38.12b

تنش خشکی )PEG20%(

Drought stress

 

 

 

 

 

 

 

رقم Cultivar

4.35a

10.09a

76.09a

-1.41a

-1.32a

0.8134a

40.64a

Cracker

4.03a

6.43c

70.43b

-1.17b

-1.73d

0.7984a

38.15b

Sarigol

4.07a

9.09ab

71.94b

-1.29ab

-1.45b

0.8009a

39.56ab

Heros

4.17a

8.78ab

72.03b

-1.27ab

-1.65c

0.7990a

39.43ab

Olga

4.23a

9.93a

73.96ab

-1.29ab

-1.61c

0.8028a

39.87ab

Option500

4.35a

7.54b

74.38ab

-1.31ab

-1.71d

0.7981a

38.41b

Comet

4.48a

10.23a

77.90a

-1.40a

-1.22a

0.8154a

40.76a

SW5001

4.09a

7.90b

74.18ab

-1.28ab

-1.47b

0.7996a

39.42ab

Amica

4.44a

10.11a

75.99a

-1.40a

-1.28a

0.8163a

40.58a

Hyola308

4.25a

7.98b

73.89ab

-1.28ab

-1.49b

0.8062a

39.62ab

Eagle

میانگین­های با حروف مشابه از نظر آماری در سطح احتمال 5 درصد اختلاف معنی­دار ندارند.

Means with the same letters are statistically not significant at the 5% level.

 

شکل 1- الگوی الکتروفورز دوبعدی رقم SW5001 در شرایط شاهد (سمت راست) و در شرایط تنش خشکی (سمت چپ) که در آن لکه­های پروتئینی مشترک پاسخ­دهنده به تنش خشکی با شماره و لکه­های غیرمشترک با حروف انگلیسی مشخص شده است.

Figure 1- 2D electrophoresis pattern of SW5001 cultivar in control (right) and drought stress (left) where responsive common protein spots to drought stress with Sarigol cultivar by numbers and non-common protein spots with English letters are marked.

 

شکل 2- الگوی الکتروفورز دوبعدی رقم Sarigol در شرایط شاهد (سمت راست) و در شرایط تنش خشکی (سمت چپ) که در آن لکه­های پروتئینی مشترک پاسخ­دهنده به تنش خشکی با شماره و لکه­های غیرمشترک با حروف انگلیسی مشخص شده است.

Figure 2- 2D electrophoresis pattern of Sarigol cultivar in control (right) and drought stress (left) where responsive common protein spots to drought stress with SW5001 cultivar by numbers and non-common protein spots with English letters are marked.

 

 

در روش MALDI TOF، شناسایی پروتئین­ها بروش انگشت نگاری جرم پپتید ([2]PMF) صورت می­گیرد (Twyman, 2004). جایگاه پروتئین­های شناسایی شده در ژل در شکل 1 و 2 نشان داده شده­اند. در مجموع پس از شناسایی لکه­های پروتئینی دارای تغییر بیان معنی­دار با استفاده از طیف سنجی جرمی، 11 پروتئین دخیل در فتوسنتز شناسایی شد که در دو گروه مشترک و غیرمشترک قرار گرفتند (جدول 3 و 4). علاوه بر آن، 15 لکه پروتئینی بطور مشترک بین دو رقم متحمل و حساس شناسایی شد که تحت تنش خشکی تغییر بیان نشان دادند (جدول 3). بر طبق عملکرد این پروتئین­ها در داخل سلول، گروهبندی پروتئین­ها انجام شد و بیشترین درصد پروتئین­های مشترک بترتیب مربوط به واکنش نوری فتوسنتز (شش پروتئین)، چرخه کالوین (چهار پروتئین)، پروتئین­های سم­زدا (دو پروتئین)، سنتز یا تجزیه پروتئین، انتقال پروتون و پروتئین شوک گرمایی هر کدام یک پروتئین بودند (جدول 3). علاوه بر آن، شش لکه پروتئینی تنها در رقم متحمل تظاهر داشتند که بیشتر مربوط به چرخه کالوین و واکنش نوری فتوسنتز بودند که با توجه به افزایش آنها در جهت تقویت جذب و استفاده از نور، تحت تنش فعالیت داشتند. در حالی که چهار لکه پروتئینی تنها در رقم حساس دیده شدند که بیشتر مرتبط با چرخه کالوین بودند که با توجه به کاهش بیان آنها نشاندهنده کاهش روند تولید قند تحت تنش در رقم حساس است (جدول 4). علاوه بر آن، در مجموع بر اساس الگوی بیان پروتئین­ها در شرایط نرمال و همچنین تنش خشکی، می­توان پنج گروه (حالت) را برای پروتئین­ها مشاهده کرد: الف- پروتئین­هایی که در هر دو رقم حساس و متحمل کاهش بیان داشتند و مقدار کاهش بیان آن در رقم حساس بیشتر بود (مانند پروتئین شماره 1). ب- پروتئین­هایی که در رقم متحمل افزایش و در رقم حساس کاهش بیان داشتند (مانند پروتئین شماره 2). ج- پروتئین­هایی که در هر دو رقم حساس و متحمل افزایش بیان داشتند و مقدار افزایش بیان آن در رقم متحمل بیشتر بود (مانند پروتئین شماره 6). د- پروتئین­هایی که فقط در رقم متحمل تظاهر داشتند (مانند پروتئین با کد C) و ه- پروتئین­هایی که فقط در رقم حساس تظاهر داشتند (مانند پروتئین با کد J) (شکل 3).

 

 

 

 

 

 

     
   
       

شکل 3-  نحوه تغییر بیان لکه­های پروتئینی شماره 1، 2، 6 و لکه­های C و J. در این اشکال قسمت A و B بترتیب مربوط به شرایط شاهد و تنش خشکی در رقم SW5001 و قسمت C و D بترتیب مربوط به شرایط شاهد و تنش خشکی در رقم Sarigol می­باشد.

Figure 3- How to change the expression of protein spots 1, 2, 6 and C and J.  In this figures A and B are related to control and stress conditions in SW5001 and C and D are related to control and stress condition in Sarigol respectively.


 

 

بطور کلی در هر دو رقم بیشترین تعداد پروتئین­های پاسخ­دهنده به تنش، مربوط به واکنش نوری فتوسنتز و چرخه کالوین بود. بعبارت دیگر، در مجموع بیشترین تعداد پروتئین­ها مربوط به پروتئین­های دخیل در متابولیسم کربوهیدرات بودند. در این گروه عملکردی، بسیاری از فرآیندهای بیولوژیکی و مسیرهای متابولیکی از قبیل واکنش نوری فتوسنتز، چرخه کالوین، بیوسنتز قندها، گلیکولیز و سیستم شاتلینگ مالات/اگزالواستات و غیره وجود داشتند. در نتیجه میزان مشارکت بالای پروتئین­ها در این گروه نشاندهنده اهمیت بالای این دسته از پروتئین­ها در رشد و نمو گیاه و مقابله با تنش خشکی است. این نتایج مشابه نتایج بدست آمده در مطالعه پروتئوم ذرت (Proubleva et al., 2001)، برنج (Nozu et al., 2006)، گندم (Naghavi et al., 2014) و کلزا (Naghavi et al., 2010) می­باشد. در مجموع، در دو رقم SW5001 و Sarigol بیشترین پروتئین­های مشترک در گروه واکنش نوری فتوسنتز مربوط به پروتئین­های OEC (شامل لکه­های پروتئینی مشترک 2، 5 و 11، لکه پروتئینی C و B در SW5001 و همچنین لکه پروتئینی H در Sarigol) بودند. پروتئین­های OEC در پایداری کمپلکس PSII  نقش دارند (Ifuku et al., 2008) و اختلال در این پروتئین­ها باعث زیان نوری به فتوسیستم II می­شود (Takahashi & Murata, 2008). بنابراین، با توجه به کاهش بیان این پروتئین­ها در رقم حساس Sarigol، باعث اختلال در فعالیت فتوسیستم II شده و در نهایت کارایی واکنش نوری کاهش می­یابد. در حالی که در رقم متحمل SW5001 این پروتئین­ها افزایش بیان داشتند. از طرف دیگر، پروتئین HCF136 (لکه مشترک 9) که یک پروتئین اساسی برای تعمیر، ساخت و پایداری کمپلکس فتوسیستم II می­باشد (Plucken et al., 2002) و در تجزیه پروتئوم گندم تحت تنش خشکی کاهش بیان آن گزارش شده است (Ford et al., 2011)، در این آزمایش در رقم SW5001 نسبت به رقم Sarigol کاهش بیان کمتری نشان داد.

در طی فتوسنتز، انرژی نوری توسط رنگیزه­های فتوسنتزی در کلروپلاست جذب شده و از طریق دستگاه فتوسنتزی به انرژی شیمیایی تبدیل می­شود و این انرژی شیمیایی در تثبیت دی­اکسیدکربن طی چرخه کالوین استفاده می­گردد. تحت شرایط تنش کمبود آب، غلظت دی­اکسیدکربن در برگ­ها در اثر بسته شدن روزنه­ها کاهش می­یابد (Kieselbach et al., 2000) در نتیجه منجر به کاهش فعالیت آنزیم­های دخیل در چرخه کالوین می­شود (Chaves et al., 2002). در گیاهان مواجه شده با تنش کمبود آب، انرژی نوری جذب شده از طریق رنگیزه­های فتوسنتزی بیشتر از نسبت مصرف آن در چرخه کالوین است که علت آن کاهش فعالیت چرخه کالوین و کاهش فعالیت آنزیم­های دخیل در این چرخه می­باشد. در نتیجه به دستگاه فتوسنتزی مخصوصاً پروتئین­های هسته­ای D1 و D2 مرکز واکنش فتوسیستم  II (PSII) زیان نوری وارد می­شود (Aro et al., 1993). گیاهان برای جلوگیری از زیان نوری به دستگاه فتوسنتزی، چندین مکانیسم شامل تعدیل آنتن­های جذب کننده نور (که پروتئین­ها در این آنتن­ها LHC نامیده می­شوند) (لکه پروتئینی مشترک شماره 1) و کاهش اندازه آنتن­ها برای کاهش جذب نور را انجام می­دهند (Ebarhard et al., 2008). از طرف دیگر،  TL29(لکه پروتئینی مشترک شماره 10) که یک پروتئین 29 کیلودالتونی است و در غشاء تیلاکوئید قرار گرفته است (Kieselbach et al., 2000)، بر اساس همولوژی بالایی که با اسکوربات پراکسیداز (APX) دارد APX4 نیز گفته می­شود و قبلاً تصور بر این بود که در حفاظت سلول­ها علیه گونه­های فعال اکسیژن نقش دارد (Punchuk et al., 2005). اخیراً بر اساس آزمایشات گزارش شده است که این پروتئین­ها در ارتباط با فتوسیستم II و بازدارندگی زیان نوری به این فتوسیستم نقش دارند (Granlund et al., 2009).

از طرف دیگر، در دو رقم SW5001 و Sarigol بیشترین پروتئین­ها درگروه چرخه کالوین زیرواحد بزرگ روبیسکو  بودند. روبیسکو یک آنزیم کلیدی برای تثبیت دی­اکسیدکربن در فتوسنتز است که از چندین زیر واحد بزرگ کاتالیز کننده (شامل لکه­های پروتئینی مشترک 3 و 13 و همچنین لکه پروتئینی D در SW5001) و چند زیر واحد کوچک تنظیم کننده  (شامل لکه پروتئینی A در SW5001) تشکیل شده است (Santos et al., 2004). در تجزیه پروتئوم غلاف برگ برنج در طی تنش کمبود آب، گزارش شده است که زیر واحد بزرگ و کوچک روبیسکو کاهش یافته است (Ali & Komatsu, 2006). همچنین کاهش بیان زیرواحد کوچک روبیسکو در طی تنش خشکی در لاین­های حساس گندم گزارش شده است که نشاندهنده نقش آن در تحمل به تنش خشکی در گندم می­باشد (Demirevska et al., 2009). از طرف دیگر، گزارش شده است که پروتئین­های مرتبط با فتوسنتز مانند پروتئین اتصال یافته به روبیسکو، روبیسکو اکتیواز (شامل لکه پروتئینی مشترک 6 و همچنین لکه پروتئینی J در Sarigol) در رقم حساس جو کاهش بیان نشان دادند، در حالی که این پروتئین­ها در رقم متحمل جو تغییر بیان نداشته و یا افزایش بیان نشان دادند (Kaiser & Kappen, 1997). از طرف دیگر، مرحله سوم چرخه کالوین توسط یکسری واکنش­های آنزیمی شناخته می­شود که تریوز فسفات را به RuBP تبدیل می­کند (Macdonald & Buchanan, 1997). برخی از آنزیم­های واسطه یا میانجی در این مرحله شامل sedoheptulose-1,7-biphosphate و  fructose 1,6-biphosphate aldolase (لکه مشترک شماره 4، لکه پروتئینی E در SW5001 و همچنین لکه پروتئینی G در Sarigol) می­باشند. این دو آنزیم با همدیگر واکنشی را کاتالیز می­کنند که در نهایت نتیجه آن تشکیل ribulose-5-phosphate می­باشد. سپس ribulose-5-phosphate فسفریله شده و RuBP را تشکیل دهد که این فسفریله شدن توسط فسفوریبولوکیناز انجام می­شود که در مطالعه حاضر شناسایی شد. بعضی از تریوزفسفات­های تولید شده در چرخه کالوین برای بیوسنتز قند و نشاسته استفاده می­شوند (Tamoi et al., 2005). در مجموع، با توجه به کاهش بیان پروتئین­های ذکر شده، رقم Sarigol در مسیر متابولیکی چرخه کالوین تحت تنش خشکی آسیب بیشتری می­بیند و تفاوت در الگوی پاسخ پروتئینی ارقام متحمل و حساس باعث میشود که این ارقام از لحاظ ارزش سایر صفات تحت تنش خشکی نیز متفاوت باشند.

 

نتیجه­گیری کلی

بر طبق نتایج بدست آمده رقم SW5001 نسبت به سایر ارقام مطالعه شده از لحاظ صفات مورفولوژیک، فیزیولوژیک، فتوسنتزی، روابط آبی و تجمع محلول­های آلی تحت تنش خشکی در وضعیت مطلوبتری قرار داشت و رقم Sarigol از این نظر جایگاه نامطلوبتری را نسبت به سایر ارقام نشان داد. بنابراین این دو رقم بعنوان متحمل­ترین و حساس­ترین ارقام، برای تجزیه پروتئوم استفاده شدند. با تجزیه پروتئوم ارقام متحمل و حساس تعداد 25 لکه پروتئینی معنی­دار بین گیاهان شاهد و تیمار تنش خشکی تشخیص داده شدند که از این تعداد 15 لکه پروتئینی بین دو رقم مشترک بودند و تعداد شش و چهار لکه پروتئینی بترتیب منحصر به رقم متحمل و حساس بودند. رقم SW5001 با دخالت دادن پروتئین­های بیشتر و با بیان بیشتر برخی ژن­ها تحت تنش خشکی عکس­العمل بهتری نسبت به رقم حساس Sarigol جهت حفظ رشد خود داشته است. همچنین در پاسخ اختصاصی، رقم متحمل تحت تنش بیشتر در مسیر پروتئین­های دخیل در واکنش نوری فتوسنتز فعالیت داشته و رقم حساس با آسیب بیشتری در مسیر چرخه کالوین مواجه می­شود. بر اساس نتایج بدست آمده، ارقام متحمل و حساس با داشتن تغییر بیان پروتئینی متفاوت و اثر این پروتئین­ها در ساختار سلولی و صفات کلزا بنحوی متفاوت به مقابله با تنش خشکی می­پردازند.

 

سپاسگزاری

نویسندگان از همکاری دکتر سارا لینالدوچی متخصص بخش پروتئومیک دانشگاه توشای ایتالیا تشکر و قدردانی می­کنند.

 

 

 

 

 

جدول 3- مشخصات 15 لکه پروتئینی مشترک شناخته شده از کل لکه­های معنی­دار در رقمSW5001  و  Sarigol تحت تنش خشکی.

Table 3- Characteristics of 15 common protein known spots of the significant spots in the SW5001 and Sarigol under drought stress.

روند بیان در رقم حساس

Expression in Sarigol

 

روند بیان در رقم متحمل

Expression in SW5001

Accession number

نام پروتئین

name of protein

 

تئوری

Theoretical

تجربی

Experimental

شماره لکه

Spot number

گروه عملکردی پروتئین

Functional group of protein

pI

MW

pI

MW

کاهش بیشتر

Further decrease

کاهش کمتر

Decreased less

gi|544700

light-harvesting complex I, partial (chloroplast)

8.69

24.44

5.53

62

1

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|474352688

Photosystem II oxygen-evolving complex protein 2

9.71

14

6.10

61

2

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|61378609

Ribulose-1,5-bisphosphate

carboxylase/oxygenase Large subunit

6.2

53.4

5.72

53.1

3

چرخه کالوین

Calvin cycle

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|473848356

Fructose-bisphosphate aldolase, chloroplastic

5.94

42.21

5.44

45.5

4

چرخه کالوین

Calvin cycle

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|131394

Oxygen-evolving enhancer protein 2, chloroplastic

8.84

27.42

6.10

43.9

5

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

افزایش کمتر

Increased less

افزایش بیشتر

Further increase

gi|167096

ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase activase isoform

8.62

47.34

5.30

42.1

6

چرخه کالوین

Calvin cycle

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|111073719

Triticain gamma

6.5

39.9

6.25

40.5

7

سنتز یا تجزیه پروتئین

Synthesis/Degradation of protein

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|14017579

ATP synthase CF1 beta subunit

5.06

53.88

6.02

40.2

8

انتقال پروتون

Proton transport

کاهش بیشتر

Further decrease

کاهش کمتر

Decreased less

gi|357117071

photosystem II stability/assembly factor HCF136, chloroplastic-like

5.4

37.01

4.65

39

9

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|195656049

Thylakoid lumenal 29.8 kDa

7.7

28.6

5.80

38.8

10

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|131394

Oxygen-evolving enhancer protein 2, (OEE2) chloroplastic

8.84

27.42

5.50

35.6

11

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|2499477

2-Cys peroxiredoxin BAS1, chloroplastic

5.4

23.39

5.31

33.5

12

سم­زدا

Remove of antioxidant

افزایش کمتر

Increased less

افزایش بیشتر

Further increase

gi|156143205

Ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase large subunit

5.43

17.7

5.34

27.5

13

چرخه کالوین

Calvin cycle

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|1572627

Cu/Zn superoxide dismutase

5.3

20.35

5.80

25.2

14

سم­زدا

Remove of antioxidant

کاهش

Down-regulated

افزایش

Up-regulated

gi|254211611

70kDa heat shock protein

4.9

73.72

5.55

25

15

پروتئین شوک گرمایی

Heat shock protein

 

 

جدول 4- مشخصات شش لکه پروتئینی غیر مشترک در رقم SW5001 و چهار لکه پروتئینی غیر مشترک در رقم Sarigol تحت تنش خشکی.

Table 4- Characteristics of six non-common spots in SW5001 cultivar and four non-common spots in Sarigol under drought stress.

روند بیان در رقم حساس

Expression in Sarigol

 

روند بیان در رقم متحمل

Expression in SW5001

Accession number

نام پروتئین

name of protein

 

تئوری

Theoretical

تجربی

Experimental

شماره لکه

Spot number

گروه عملکردی پروتئین

Functional group of protein

pI

MW

pI

MW

-

افزایش

Up-regulated

gi|4038719

ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase small subunit

8.83

18.80

6.10

55.6

A

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

-

افزایش

Up-regulated

gi|131394

Oxygen-evolving enhancer protein 2, chloroplastic

8.84

27.42

6.03

43.5

B

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

-

افزایش

Up-regulated

gi|131394

Oxygen-evolving enhancer protein 2, (OEE2) chloroplastic

8.84

27.42

5.75

40.0

C

چرخه کالوین

Calvin cycle

-

افزایش

Up-regulated

gi|52001641

Ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase-large subunit

6.09

52.5

5.90

35.8

D

چرخه کالوین

Calvin cycle

-

افزایش

Up-regulated

gi|473848356

Fructose-bisphosphate aldolase, chloroplastic

5.94

42.21

5.30

27.2

E

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

-

افزایش

Up-regulated

gi|254211611

70kDa heat shock protein

4.9

73.72

6.15

24.5

F

چرخه کالوین

Calvin cycle

کاهش

Down-regulated

-

gi|223018643

chloroplast fructose-bisphosphate aldolase

5.9

42.21

5.93

53.7

G

سنتز یا تجزیه پروتئین

Synthesis/Degradation of protein

کاهش

Down-regulated

-

gi|131394

Oxygen-evolving enhancer protein 2, chloroplastic

8.84

27.42

6.40

44.5

H

انتقال پروتون

Proton transport

کاهش

Down-regulated

-

gi|218192573

50S ribosomal protein L10

10.1

24.4

6.12

39.0

I

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

کاهش

Down-regulated

-

gi|167096

ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase activase isoform

8.62

47.34

5.45

35.8

J

واکنش نوری فتوسنتز

photoreaction of photosynthesis

 

 

منابع

Ali GM, Komatsu S (2006). Proteomic analysis of rice leaf sheath during drought stress. Journal of Proteome Research 5: 396-403.

Alonso M, Rozados MJ, Vega JA, Perez-Gorostiaga P, Cuinas P, Fonturbel MT, Fernandes C (2002). Biochemical responses of Pinus Pinaster tree to fire- induced trunk girdling and crown scorch: secondary metabolites and pigments as needle chemical indicators. Journal of Chemical Ecology 28: 687-700.

Araus JL, Ceccarelli S, Grando S (1997). Relationship between leaf structure and carbon isotope discrimination in field-grown barley. Plant Physiology and Biochemistry 35: 533-541.

Arias D (2007). Calibration of LAI-2000 to Estimate Leaf Area Index and Assessment of its Relationship with stand productivity in six Native and Introduced tree Species in costarica. Forest Ecology and Management 247: 85-193.

Aro EM, Virgin I, Andersons B (1993). Photo inhibition of photosystem-II–inactivation, protein damage and turnover. Biochimistry and Biophysics Acta 1143: 113-134.

Ashraf M, Mehmood S (1990). Response of four Brassica species to drought stress. Journal of Experimental Botany 30: 93-100.

Baker NR, Rosenquist E (2004). Application of chlorophyll fluorescence can improve crop production strategies: An examination of future possibilities. Journal of Experimental Botany 55: 1607-1627.

Bates IS, Waldern RP, Teare ID (1973). Rapid determination of free proline water stress studies. Plant and Soil 39: 205-207.

Chaves MM, Pereira JS, Maroco J, Rodrigues ML, Ricardo CPP, Osorio ML, Carvalho I, Faria T, Pinheiro C (2002). How plants cope with water stress in the field. Photosynthesis and Growth Annual Botany 89: 907-916.

Chimenti CA, Pearson J, Hall AJ (2002). Osmotic adjustment in Maize: Genetic variation and association with water uptake, In: Edmeades GO (Ed.). Developing Drought and Low N-Tolerant Maize. CIMMYT, Mexico, pp. 200-203.

Damerval C, De Vienne D, Zivy M, Thiellement H (1986). Technical improvements in two-dimensional electrophoresis increase the level of genetic variation detected in wheat-seedling roteins. Electrophoresis 7: 52-4.

Demirevska K, Zasheva D, Dimitrov R, Simova-Stoilova L, Stamenova M, Feller U (2009). Drought stress effects on rubisco in wheat: Changes in the rubisco large subunit. Acta Physiologiae Plantarum 31: 1129-1138.

Drecer F, Rodriguaz D, Leon M (2003). Interactive effects of and N stress on wheat and canola. http://www. Regional. Org. aulasa/2003/p/7/drecer. Htm.

Eberhard S, Finazzi G, Wollman FA (2008). The dynamics of photosynthesis. Annual Review of Genetics 42: 463-515.

Edmeads GO, Bolanos J, Laffite HR, Rajaram S, Preffer W, Fisher RA (1989). Traditional approaches to breeding for drought resistance in cereals. CABI, 52pp.

EL-Sharkawi I, Springuele V, EL-sharkawi HM (1999). Germination of some crop plant seeds under salinity stress. Seed Science and Technology 7: 27-37.

Ford KL, Cassin A, Bacic A (2011). Quantitative proteomic analysis of wheat cultivars with differing drought stress tolerance. Plant Science 2: 1-11.

Granlund I, Storm P, Schubert M, Garcia-Cerdi JG, Funk C, Wolfgang PS (2009). The TL29 Protein is Lumen Located, Associated with PSII and Not an Ascorbate Peroxidase. Plant Cell Physiology 50: 1898-1910.

Grieve CM, Grattan SR (1983). Rapid assay for determination of water solublequaternary ammonium compounds. Plant and Soil 70: 303-307.

Hasegawa PM, Bressan RA, Zhu JK, Bohnert HJ (2000). Plant cellular and molecular responses to high salinity. Annual review of plant physiology and plant molecular biology 51: 463-499.

Herbert B (1999). Advances in protein solubilisation for two-dimensional electrophoresis. Electrophoresis 20: 660-663.

Horton P, Ban AVR, Walters RG (1996). Regulation of light harvesting in green plants. Annual review of plant physiology and plant molecular biology 4: 655-684.

Hosseini  Salekdeh Gh, Siopongco J, Wade LJ, Ghareyazie B, Bennett  J (2002). Proteomics analysis of rice leaves during drought stress and recovery. Proteomics 2: 1131-1145.

Ifuku K, Ishihara S, Shimamoto R, Ido K, Sato F (2008). Structure, function, and evolution of the PsbP protein family in higher plants. Photosynthesis Research 98: 427-437.

Jones HG (1983). Plants and Microclimate: A quantitative approach to environmental plant physiology. Cambridge University. Press, Cambridge London.

Kaiser H, Kappen L (1997). In situ observations of stomatal movements in different light- dark regimes: the influence of endogenous rhythmicity and long-term adjustments. Journal of Experimental Botany 48: 1583-1589.

Kausar R, Arshad M, Shahzad A, Komatsu S, (2013). Proteomics analysis of sensitive and tolerant barley genotypes under drought stress. Amino Acids 44: 345-359.

Kieselbach T, Bystedt M, Zentgraf U (2000). A peroxidase homologue and novel plastocyanin located by proteomics to the Arabidopsis chloroplast thylakoid lumen. Febs Letters 480: 271-276.

Kocheva K, Lambrev P, Georgiev G, Goltsev V, Karabaliev M (2004). Evaluatlon of chlorophyll fluorescence and membrane injury in the leaves of barley cultivars under osmotic stress. Bioelectrochemistry 63: 127-124.

Kramer PJ (1969). Plant and soil water relationships. Modem synthesis. Mc Graw-Hill Book co, New York. 84pp.

Kumar, A. and Elston, J. (1992). Genotypic difference in leaf water relations between Brassica juncea and B. napus. Annals of Botany 70: 3-9.

Kumar A, Singh DP (1998). Use of physiological indices as a screening technique for drought tolerance in oilseed Brassica species. Annals of Botany 81: 413-420.

Kumar A, Singh P, Singh DP, Singh H, Sharma HC (1984). Difference in osmoregulation in Brassica species. Annals of Botany 54: 537-541.

Kuroda M, Qzawa T, Imagawa H (1990). Changes in chloroplast peroxidase activities in relation to chlorophyll loss in barley leaf segments. Physiologia Plantarum 80: 555-560.

Lu Z, Neumann PM (1999). Low cell-wall extensibility can limit maximum leaf growth rates in rice. Crop Science 39: 126-130.

Macdonald FD, Buchanan BB (1997). The reductive pentose phosphate pathway and its regulation. In: Dennis DT, Turpin DH, Lefebvre DD, Layzell DB (Eds.), Plant Metabolism. 2nd edn. Essex: Addison Wesley Longman. pp. 299-313.

Maxwell K, Johnson GN (2000). Chlorophyll fluorescence-a practical guide. Journal of Experimental Botany 51: 659-668.

Mohammadian R, Rahimian H, Moghaddam H, Sadeghian SY (2003). The effect of early season drought on chlorophyll a fluorescence in sugar beet (Beta Vulgaris L.) Pakistan Journal of Biological Science 6: 1763-1769.

Morant-Manceau A, Pradier E, Tremblin G (2004). Osmotic adjustment, gas exchanges and chlorophyll fluorescence of a hexaploid triticale and its parental species under salt stress. Journal of Plant Physiology 161: 25-33.

Naghavi MR, Moghaddam M, Toorchi M, Shakiba MR (2014). Evaluation of spring wheat cultivars under drought stress and proteome analysis for the most tolerant and sensitive ones. Ph.D. Thesis. Department of Plant Breeding and Biotechnology. Faculty of Agriculture. University of Tabriz, Iran (In Farsi).

Naghavi MR, Toorchi M, Moghaddam M, Neyshabouri MR, Bandeh hagh, A (2010). Response and 2-Dimensional electrophoresis pattern of spring rapeseed genotypes under osmotic stress. M.Sc. Dessertation. Department of Plant Breeding and Biotechnology, Faculty of Agriculture, University of Tabriz, Iran (In Farsi).

Noroozi M, Kazemini SAR (2012). Effect of water stress and plant density on growth and seed yield of safflower. Iranian Journal of Field Crops Research 10: 781-788. (In Farsi).

Nozu Y, Tsugita A, Kamijo K (2006). Proteomic analysis of rice leaf, stem and root tissues during growth course. Proteomics 6: 3665-3670.

Orama RN, Kirk JTO (1993). Breedig indian mustard for australian condition: In: Huchinson K, Viclery PJ (Eds.). Proceedings of the sixth australian agronomy conference. Aust. Coc. Of  Agron. Armidal. New south wales. pp. 467-470.

Paleg LG, Aspinall D (1989). The physiology and biochemistry of drought resistance in plant (chapter 1 and 2) Academic press sydng, pp. 1-24.

Panchuk II, Zentgraf U, Volkov RA (2005). Expression of the Apx gene family during leaf senescence of Arabidopsis thaliana. Planta 222: 926-932.

Plucken H, Muller B, Grohmann D, Westhoff P, Eichacker LA, (2002). The HCF136 proteinis essential for assembly of the photosystem II reaction center in Arabidopsis thaliana. FEBS Letters 532: 85-90.

Porubleva L, Vander Velden K, Kothari S, Oliver DJ, Chitnis PR (2001). The proteome of maize leaves: use of gene sequences and expressed sequence tag data for identification of proteins with peptide mass fingerprints. Electrophoresis 22: 1724-1738.

Reynolds MP, Balota M, Delgado MIB, Amani I, Fischer RA (1994). Physiological and morphological traits associated with spring wheat yield under hot, dry irrigated conditions. Australian Journal of Plant Physiology 21: 717-730.

Sairam RK, Tyagi A (2004). Physiology and molecular biology of salinity stress tolerance in plants. Current Science 86: 407-422.

Santos C, Pereira A, Pereira S, Teixeira J (2004). Regulation of glutamine synthetase expression in sunflower cells exposed to salt and osmotic stress. Scientia Horticulturae 103: 101-111.

Schonfeld MA, Johnson RC, Carver BF, Mornhinweg DW (1988). Water relation in winter wheat as drought resistance indicators. Crop Science 28: 526-531.

Simane B, Peacock JM, Stuiki PC (1993). Difference in developmental plasticity and growth rate among drought resistant and susceptible cultivars of durum wheat. Plant and Soil 157: 155-166.

Srinivas V, Bala Subramanian D (1995). Proline is a protein compatible hydrotrope. Langmuir 11: 2830-2833.

Takahashi S, Murata N (2008). How do environmental stresses accelerate photo inhibition? Trends Plant Science 13: 178-182.

Tamoi M, Nagaoka M, Yabuta Y, Shigeoka S (2005). Carbon metabolism in the Calvin cycle. Plant Biotechnology 22: 355-360.

Thiellement H, Zivy M, Plomion C (2002). Combining proteomic and genetic studies in plants. Chromatography B 782: 137-149.

Twyman RM (2004). Principles of proteomics. BIOS Scientific Publishers.

Valeri HR, Sulpice R, Lefort C, Maerskack V, Emery N, Larher FR (2002). The suppression of osmoinduced praline response of Brassica napus L. var olefera leaf discs by poly unsatutated fatty acids and methyl-jasmonate. Plant Science 164: 119-127.

Verslues PE, Kim YS, Zhu JK (2007). Alterrd ABA, Proline and hydrogen peroxide in an Arabidopsis glutamate: glyoxylate aminotrasferase mutant. Plant Molecular Biology 64: 205-217.

Wange W, Inocur B, Altman A (2003). Plant responses to drought, salinity and extreme temperature: towards genetic engineering for stress tolerance. Planta 218: 1-14.

Winter SR, Musick JT, Porter KB (1988). Evaluations of screening techniques for breeding drought-resistant winter wheat. Crop Science 28: 512-516.

Zlatev Z, Yordanov IT (2004). Effect of soil drought on photosynthesis and chlorophyll fluorescence in bean plants. Bulgarian Journal of Plant Physiology 30: 3-18.

Zulini L, Rubinigg M, Zorer R, Bertamini M (2002). Effects of drought stress on chlorophyll fluorescence and photosynthetic pigment in grapevine leaves. www.actahort.org/html.

 

 

 

 

 

 


Evaluation of spring canola cultivars in terms of some morphological and physiological traits under drought stress and proteome analysis of the most tolerant and susceptible ones

 

Khalili M.*1, Naghavi M.R.2

                                  

1Assistant Professor, Department of Agriculture, Payame Noor University, Iran.

2Assistant Professor, Department of Agriculture, Payame Noor University, Iran.

 

Abstract

In this research, considering the importance of drought and canola, an experiment was done as factorial in a Randomized Complete Block Design using ten spring canola cultivars with hydroponic method in seedling stage and with induced of drought stress by PEG6000. Two weeks after of the stress induction and at the end of the rossete stage, samples were taken. The results showed that the value of morphological and physiological traits was declined under drought stress. Also the studied cultivars were varied in response to drought stress and in general, the most tolerant and sensitive cultivars for studied traits were SW5001 and Sarigol cultivars, respectively that to graduate studies on these two cultivars proteome analysis was performed. To study the pattern of protein, extraction of protein from leaf tissue was performed and the first dimension electrophoresis using IPG strips and second dimension electrophoresis was performed by SDS-PAGE technique and after the gels staining with commassie blue, gels imaging with scanner and protein analysis with PDQuest software was done. Finally a total of 25 protein spots between control plants and under drought stress for both cultivars were detected that of these, 15 protein spots were common between two cultivars and six unique protein spots for tolerant cultivar and four unique protein spots for susceptible cultivar. After detection these proteins with mass spectrometry, overall, the most common protein groups between two cultivars were involved proteins in photo-reaction of photosynthesis, Calvin cycle and detoxifying enzymes. In total, the most important cause of the sensitivity and tolerance of canola cultivars different expression and unique expression of proteins into cultivars and finally effects of them on other were obtained.

 

Keywords: Canola, drought stress, physiological traits, proteomics.

 



*  نویسنده مسئول: معروف خلیلی                                   تلفن: 04442335090                            Email: makhalily@yahoo.com

[1] Relative Water Content

[2] Peptide mass fingerprinting

* Corresponding Author: Khalili M.                Tel: 04442335090                        Email: makhalily@yahoo.com

 
Ali GM, Komatsu S (2006). Proteomic analysis of rice leaf sheath during drought stress. Journal of Proteome Research 5: 396-403.
Alonso M, Rozados MJ, Vega JA, Perez-Gorostiaga P, Cuinas P, Fonturbel MT, Fernandes C (2002). Biochemical responses of Pinus Pinaster tree to fire- induced trunk girdling and crown scorch: secondary metabolites and pigments as needle chemical indicators. Journal of Chemical Ecology 28: 687-700.
Araus JL, Ceccarelli S, Grando S (1997). Relationship between leaf structure and carbon isotope discrimination in field-grown barley. Plant Physiology and Biochemistry 35: 533-541.
Arias D (2007). Calibration of LAI-2000 to Estimate Leaf Area Index and Assessment of its Relationship with stand productivity in six Native and Introduced tree Species in costarica. Forest Ecology and Management 247: 85-193.
Aro EM, Virgin I, Andersons B (1993). Photo inhibition of photosystem-II–inactivation, protein damage and turnover. Biochimistry and Biophysics Acta 1143: 113-134.
Ashraf M, Mehmood S (1990). Response of four Brassica species to drought stress. Journal of Experimental Botany 30: 93-100.
Baker NR, Rosenquist E (2004). Application of chlorophyll fluorescence can improve crop production strategies: An examination of future possibilities. Journal of Experimental Botany 55: 1607-1627.
Bates IS, Waldern RP, Teare ID (1973). Rapid determination of free proline water stress studies. Plant and Soil 39: 205-207.
Chaves MM, Pereira JS, Maroco J, Rodrigues ML, Ricardo CPP, Osorio ML, Carvalho I, Faria T, Pinheiro C (2002). How plants cope with water stress in the field. Photosynthesis and Growth Annual Botany 89: 907-916.
Chimenti CA, Pearson J, Hall AJ (2002). Osmotic adjustment in Maize: Genetic variation and association with water uptake, In: Edmeades GO (Ed.). Developing Drought and Low N-Tolerant Maize. CIMMYT, Mexico, pp. 200-203.
Damerval C, De Vienne D, Zivy M, Thiellement H (1986). Technical improvements in two-dimensional electrophoresis increase the level of genetic variation detected in wheat-seedling roteins. Electrophoresis 7: 52-4.
Demirevska K, Zasheva D, Dimitrov R, Simova-Stoilova L, Stamenova M, Feller U (2009). Drought stress effects on rubisco in wheat: Changes in the rubisco large subunit. Acta Physiologiae Plantarum 31: 1129-1138.
Drecer F, Rodriguaz D, Leon M (2003). Interactive effects of and N stress on wheat and canola. http://www. Regional. Org. aulasa/2003/p/7/drecer. Htm.
Eberhard S, Finazzi G, Wollman FA (2008). The dynamics of photosynthesis. Annual Review of Genetics 42: 463-515.
Edmeads GO, Bolanos J, Laffite HR, Rajaram S, Preffer W, Fisher RA (1989). Traditional approaches to breeding for drought resistance in cereals. CABI, 52pp.
EL-Sharkawi I, Springuele V, EL-sharkawi HM (1999). Germination of some crop plant seeds under salinity stress. Seed Science and Technology 7: 27-37.
Ford KL, Cassin A, Bacic A (2011). Quantitative proteomic analysis of wheat cultivars with differing drought stress tolerance. Plant Science 2: 1-11.
Granlund I, Storm P, Schubert M, Garcia-Cerdi JG, Funk C, Wolfgang PS (2009). The TL29 Protein is Lumen Located, Associated with PSII and Not an Ascorbate Peroxidase. Plant Cell Physiology 50: 1898-1910.
Grieve CM, Grattan SR (1983). Rapid assay for determination of water solublequaternary ammonium compounds. Plant and Soil 70: 303-307.
Hasegawa PM, Bressan RA, Zhu JK, Bohnert HJ (2000). Plant cellular and molecular responses to high salinity. Annual review of plant physiology and plant molecular biology 51: 463-499.
Herbert B (1999). Advances in protein solubilisation for two-dimensional electrophoresis. Electrophoresis 20: 660-663.
Horton P, Ban AVR, Walters RG (1996). Regulation of light harvesting in green plants. Annual review of plant physiology and plant molecular biology 4: 655-684.
Hosseini  Salekdeh Gh, Siopongco J, Wade LJ, Ghareyazie B, Bennett  J (2002). Proteomics analysis of rice leaves during drought stress and recovery. Proteomics 2: 1131-1145.
Ifuku K, Ishihara S, Shimamoto R, Ido K, Sato F (2008). Structure, function, and evolution of the PsbP protein family in higher plants. Photosynthesis Research 98: 427-437.
Jones HG (1983). Plants and Microclimate: A quantitative approach to environmental plant physiology. Cambridge University. Press, Cambridge London.
Kaiser H, Kappen L (1997). In situ observations of stomatal movements in different light- dark regimes: the influence of endogenous rhythmicity and long-term adjustments. Journal of Experimental Botany 48: 1583-1589.
Kausar R, Arshad M, Shahzad A, Komatsu S, (2013). Proteomics analysis of sensitive and tolerant barley genotypes under drought stress. Amino Acids 44: 345-359.
Kieselbach T, Bystedt M, Zentgraf U (2000). A peroxidase homologue and novel plastocyanin located by proteomics to the Arabidopsis chloroplast thylakoid lumen. Febs Letters 480: 271-276.
Kocheva K, Lambrev P, Georgiev G, Goltsev V, Karabaliev M (2004). Evaluatlon of chlorophyll fluorescence and membrane injury in the leaves of barley cultivars under osmotic stress. Bioelectrochemistry 63: 127-124.
Kramer PJ (1969). Plant and soil water relationships. Modem synthesis. Mc Graw-Hill Book co, New York. 84pp.
Kumar, A. and Elston, J. (1992). Genotypic difference in leaf water relations between Brassica juncea and B. napus. Annals of Botany 70: 3-9.
Kumar A, Singh DP (1998). Use of physiological indices as a screening technique for drought tolerance in oilseed Brassica species. Annals of Botany 81: 413-420.
Kumar A, Singh P, Singh DP, Singh H, Sharma HC (1984). Difference in osmoregulation in Brassica species. Annals of Botany 54: 537-541.
Kuroda M, Qzawa T, Imagawa H (1990). Changes in chloroplast peroxidase activities in relation to chlorophyll loss in barley leaf segments. Physiologia Plantarum 80: 555-560.
Lu Z, Neumann PM (1999). Low cell-wall extensibility can limit maximum leaf growth rates in rice. Crop Science 39: 126-130.
Macdonald FD, Buchanan BB (1997). The reductive pentose phosphate pathway and its regulation. In: Dennis DT, Turpin DH, Lefebvre DD, Layzell DB (Eds.), Plant Metabolism. 2nd edn. Essex: Addison Wesley Longman. pp. 299-313.
Maxwell K, Johnson GN (2000). Chlorophyll fluorescence-a practical guide. Journal of Experimental Botany 51: 659-668.
Mohammadian R, Rahimian H, Moghaddam H, Sadeghian SY (2003). The effect of early season drought on chlorophyll a fluorescence in sugar beet (Beta Vulgaris L.) Pakistan Journal of Biological Science 6: 1763-1769.
Morant-Manceau A, Pradier E, Tremblin G (2004). Osmotic adjustment, gas exchanges and chlorophyll fluorescence of a hexaploid triticale and its parental species under salt stress. Journal of Plant Physiology 161: 25-33.
Naghavi MR, Moghaddam M, Toorchi M, Shakiba MR (2014). Evaluation of spring wheat cultivars under drought stress and proteome analysis for the most tolerant and sensitive ones. Ph.D. Thesis. Department of Plant Breeding and Biotechnology. Faculty of Agriculture. University of Tabriz, Iran (In Farsi).
Naghavi MR, Toorchi M, Moghaddam M, Neyshabouri MR, Bandeh hagh, A (2010). Response and 2-Dimensional electrophoresis pattern of spring rapeseed genotypes under osmotic stress. M.Sc. Dessertation. Department of Plant Breeding and Biotechnology, Faculty of Agriculture, University of Tabriz, Iran (In Farsi).
Noroozi M, Kazemini SAR (2012). Effect of water stress and plant density on growth and seed yield of safflower. Iranian Journal of Field Crops Research 10: 781-788. (In Farsi).
Nozu Y, Tsugita A, Kamijo K (2006). Proteomic analysis of rice leaf, stem and root tissues during growth course. Proteomics 6: 3665-3670.
Orama RN, Kirk JTO (1993). Breedig indian mustard for australian condition: In: Huchinson K, Viclery PJ (Eds.). Proceedings of the sixth australian agronomy conference. Aust. Coc. Of  Agron. Armidal. New south wales. pp. 467-470.
Paleg LG, Aspinall D (1989). The physiology and biochemistry of drought resistance in plant (chapter 1 and 2) Academic press sydng, pp. 1-24.
Panchuk II, Zentgraf U, Volkov RA (2005). Expression of the Apx gene family during leaf senescence of Arabidopsis thaliana. Planta 222: 926-932.
Plucken H, Muller B, Grohmann D, Westhoff P, Eichacker LA, (2002). The HCF136 proteinis essential for assembly of the photosystem II reaction center in Arabidopsis thaliana. FEBS Letters 532: 85-90.
Porubleva L, Vander Velden K, Kothari S, Oliver DJ, Chitnis PR (2001). The proteome of maize leaves: use of gene sequences and expressed sequence tag data for identification of proteins with peptide mass fingerprints. Electrophoresis 22: 1724-1738.
Reynolds MP, Balota M, Delgado MIB, Amani I, Fischer RA (1994). Physiological and morphological traits associated with spring wheat yield under hot, dry irrigated conditions. Australian Journal of Plant Physiology 21: 717-730.
Sairam RK, Tyagi A (2004). Physiology and molecular biology of salinity stress tolerance in plants. Current Science 86: 407-422.
Santos C, Pereira A, Pereira S, Teixeira J (2004). Regulation of glutamine synthetase expression in sunflower cells exposed to salt and osmotic stress. Scientia Horticulturae 103: 101-111.
Schonfeld MA, Johnson RC, Carver BF, Mornhinweg DW (1988). Water relation in winter wheat as drought resistance indicators. Crop Science 28: 526-531.
Simane B, Peacock JM, Stuiki PC (1993). Difference in developmental plasticity and growth rate among drought resistant and susceptible cultivars of durum wheat. Plant and Soil 157: 155-166.
Srinivas V, Bala Subramanian D (1995). Proline is a protein compatible hydrotrope. Langmuir 11: 2830-2833.
Takahashi S, Murata N (2008). How do environmental stresses accelerate photo inhibition? Trends Plant Science 13: 178-182.
Tamoi M, Nagaoka M, Yabuta Y, Shigeoka S (2005). Carbon metabolism in the Calvin cycle. Plant Biotechnology 22: 355-360.
Thiellement H, Zivy M, Plomion C (2002). Combining proteomic and genetic studies in plants. Chromatography B 782: 137-149.
Twyman RM (2004). Principles of proteomics. BIOS Scientific Publishers.
Valeri HR, Sulpice R, Lefort C, Maerskack V, Emery N, Larher FR (2002). The suppression of osmoinduced praline response of Brassica napus L. var olefera leaf discs by poly unsatutated fatty acids and methyl-jasmonate. Plant Science 164: 119-127.
Verslues PE, Kim YS, Zhu JK (2007). Alterrd ABA, Proline and hydrogen peroxide in an Arabidopsis glutamate: glyoxylate aminotrasferase mutant. Plant Molecular Biology 64: 205-217.
Wange W, Inocur B, Altman A (2003). Plant responses to drought, salinity and extreme temperature: towards genetic engineering for stress tolerance. Planta 218: 1-14.
Winter SR, Musick JT, Porter KB (1988). Evaluations of screening techniques for breeding drought-resistant winter wheat. Crop Science 28: 512-516.
Zlatev Z, Yordanov IT (2004). Effect of soil drought on photosynthesis and chlorophyll fluorescence in bean plants. Bulgarian Journal of Plant Physiology 30: 3-18.
Zulini L, Rubinigg M, Zorer R, Bertamini M (2002). Effects of drought stress on chlorophyll fluorescence and photosynthetic pigment in grapevine leaves. www.actahort.org/html.