بررسی اثر تنش خشکی بر میزان بیان کلاس‌های مختلف ژن کیتیناز در برگ سیب زمینی

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری، گروه ژنتیک و به‌نژادی دانشکده کشاورزی، دانشگاه لرستان، خرم آباد، ایران

2 استاد، گروه ژنتیک و به‌نژادی دانشکده کشاورزی، دانشگاه لرستان، خرم آباد، ایران.

3 استادیار، گروه ژنتیک و به‌نژادی دانشکده کشاورزی، دانشگاه لرستان، خرم آباد، ایران.

4 استادیار، پژوهشکده بیوتکنولوژی دانشگاه شیراز، شیراز، ایران

10.22103/jab.2024.22516.1525

چکیده

هدف: سیب زمینی (Solanum tuberosum L.) متعلق به خانواده solanaceae است و از نظر میزان مصرف در تغذیه انسان، در جایگاه سوم بعد از گندم و برنج قرار دارد. چندین عامل زیستی و غیرزیستی رشد سیب زمینی را محدود کرده و باعث کاهش عملکرد بالقوه آن می شوند. در شرایط تنش خشکی و کم آبی، سطح بیان بسیاری از ژن‌ها تغییر یافته و تجمع پروتئین‌های مرتبط با تنش تحت تاثیر قرار می‌گیرد. کیتینازها، پروتئین‌هایی هستند که در شرایط طبیعی سطح بیان پایه را نشان می‌دهند، اما در شرایط بیماری و برخی تنش‌های غیرزنده، بیان آنها به‌طور چشمگیری افزایش می‌یابد. وجود تنوع زیاد در کیتیناز‌های گیاهی و القای آن توسط طیف وسیعی از عوامل غیر زیستی، نشان‌دهنده نقش مهم آن‌ها در عملکرد‌های مربوط به دفاع و تنش می‌باشد. از آنجا که گیاه سیب زمینی از اهمیت اقتصادی بالایی جهان برخوردار است، و تنش خشکی، تولید جهانی کشاورزی را محدود می‌کند، در این پژوهش، اثر تنش خشکی بر میزان بیان کلاس های مختلف ژن کیتیناز مورد بررسی قرار گرفت.
مواد و روش‌ها: در این پژوهش، خانواده ژنی کیتیناز در گیاه سیب زمینی به روش بیوانفورماتیکی و محاسباتی شناسایی شد. سپس بر اساس نتایج حاصل از آنالیز داده‌های RNA-Seq مربوط به تنش خشکی، از هر کلاس ژن کیتیناز یک ژن انتخاب، و میزان بیان آن در شرایط کم آبی (50% ظرفیت زراعی) به روش Real-time PCR مورد ارزیابی قرار گرفت. آنالیز نتایج واکنش Real Time PCR با استفاده از روش لیواک و با استفاده از فرمول 2-ΔΔct انجام شد.
یافته ها: کلاس‌های مختلف ژن کیتیناز میزان بیان متفاوتی را در شرایط اعمال تنش خشکی نشان دادند. ژن کیتیناز متعلق به کلاس I دارای بیشترین میزان بیان و کیتیناز متعلق به کلاسV کمترین میزان بیان را داشتند.
نتیجه گیری: با توجه به نقشی که پروتئین کیتیناز در تنش‌های غیر زیستی دارند، با تعیین میزان بیان هر کلاس ژنی، می‌توان از آنها برای اهداف انتقال ژن بهره گرفت. همچنین با شناسایی عناصر تنظیمی مرتبط با تنش خشکی و اثر آن بر میزان بیان ژن کیتیناز، می‌توان توالی مربوط به عناصر تنظیمی بطور مصنوعی سنتز شده و برای تقویت پروموتر ژن‌ها، در سیستم‌های مختلف بیانی استفاده کرد.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Effect of drought stress on different classes of chitinase genes expression in potato (Solanum tuberosum. L.) leaves

نویسندگان [English]

  • Maryam Faramarzi jafar beiglou 1
  • Farhad Nazarian-Firouzabadi 2
  • Seyed sajad Sohrabi 3
  • Ali Moghadam 4
1 Ph.D. Student, Department of Plant Production and Genetic Engineering, Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad, Iran.
2 Professor, Department of Plant Production and Genetic Engineering, Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad, Iran.
3 Assistant Professor, Department of Plant Production and Genetic Engineering, Faculty of Agriculture, Lorestan University, Khorramabad, Iran.
4 Assistant Professor, Institute of biotechnology, Shiraz University, Iran.
چکیده [English]

Objective
Potato (Solanum tuberosum. L.) belongs to the Solanaceae family. It is the third important crop plant as human food source after wheat and rice. Several biotic and abiotic stresses affect potato production and reduce its potential yield. In the drought stress and dehydration, the expression level of many genes changes and the accumulation of stress-related proteins is affected. Chitinases are proteins that show a basic level of expression in normal conditions, but their expression increases dramatically in disease conditions and some abiotic stresses. The existence of great diversity in plant chitinases and its induction by a wide range of biotic and abiotic factors indicates their important role in the functions related to defense and stress. According to the Economic importance and Limiting effects of drought stress for plant growght in this research, the effect of drought stress on the expression level of different classes of chitinase gene was investigated.
Material and methods
In this research, the members of chitinase gene family was identified in potato genome by bioinformatics and computational methods. Then, one gene was selected from each class of chitinase gene based on RNA-Seq data analysis in drought stress, and their expression level was evaluated following a water deficit treatment (50% field capacity) by Real-time PCR analysis. The expression level of genes was measured using the Livak and Schmittgen method using the 2-ΔΔct formula.
Results
Under drought stress conditions, the majority of chitinase gene classes exhibited distinct expression patterns. Notably, among the four classes of identified chitinase genes in potato, class I exhibited up-regulation, whereas class V displayed a down-regulated trend.
Conclusion
In conclusion, our findings suggest a significant role for chitinases in potato's response to drought stress. The outcomes of this study offer valuable insights for screening potato cultivars/genotypes for drought tolerance and provide a foundation for molecular genetic strategies aimed at engineering drought-resistant potatoes.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Chitinase protein
  • Drought stress
  • Potato (Solanum tuberosum)
  • Real-time PCR

مراجع

Abd Elhamid MI, Makboul HE, Sedik MZ, et al. (2010) Cloning, expression and antifungal activity of an endochitinase gene derived from barley (Hordeum vulgare). Res J Agric Biol Sci 6, 356-363.
Agarwal PK, Agarwal P, Reddy MK, et al. (2006) Role of DREB transcription factors inabiotic and biotic stress tolerance in plants. Cell Rep 25, 1263–127
Ahmadabadi SAAJ, Askari-Hemmat H, Mohammadabadi M, et al. (2023) The effect of cannabis seed on DLK1 gene expression in heart tissue of Kermani lambs. Agric Biotechnol J 15(1), 217-234.
Anupama A, Bhugra, S, Lall B, et al. (2019) Morphological, transcriptomic and proteomic responses of contrasting rice genotypes towards drought stress. Environ Exp Bot 166, e103795.
Barazandeh A, Mohammadabadi MR, Ghaderi-Zefrehei M, Nezamabadipour H (2016) Genome-wide analysis of CpG islands in some livestock genomes and their relationship with genomic features. Czech J Anim Sci 61, e487.
Barra M., Meneses C, Riquelme S, et al. (2019) Transcriptome profiles of contrasting potato (Solanum tuberosum L.) genotypes under water stress. J Agron  (12), 848.
Bordbar F, Mohammadabadi M, Jensen J, et al. (2022) Identification of candidate genes regulating carcass depth and hind leg circumference in simmental beef cattle using Illumina Bovine Beadchip and next-generation sequencing. Animals 12(9), e1103.
Cao J, Tan X (2019). Comprehensive analysis of the chitinase family genes in tomato (Solanum lycopersicum) Plants 8(3), 52.
Chernin LS, De la Fuente L, Sobolev V (1997) Molecular cloning structural analysis and expression in Escherichia coli of a chitinase gene from Enterobacter agglomerans. Appl Environ Microbiol 63, 834-839.
Cohen-Kupiec R, Chet I (1998) The molecular biology of chitin digestion. Curr Opin Biotechnol 9, 270-277.
Collinge DB, Kragh KM, Mikkelsen JD, et al. (1993) Plant chitinases. Plant J 3, 31-40.
Devaux A, Kromann P, Ortiz O (2014) Potatoes for sustainable global food security. Potato Res 57, 185-199.
Gregorova Z, Kovacik J, Klejdus B, et al. (2015) Drought-induced responses of physiology, metabolites, and PR proteins in Triticum aestivum. J Agric Food Chem  63(37), 8125- 8133.
Grover A (2012) Plant chitinases: genetic diversity and physiological roles. Critic Rev J Plant Sci 31, 57-73.
Hashimoto M, Kisseleva L, Sawa S, et al. (2004) A novel rice PR10 protein, RSOsPR10, specifically induced in roots by biotic and abiotic stresses, possibly via the jasmonic acid signaling pathway. Plant Cell Physiol 45(5), 550-559.
Jaleel CA, Manivannan P, Lakshmanan GMA, et al. (2008) Alterations in morphological parameters and photosynthetic pigment responses of Catharanthus roseus under soil water deficits. Colloids Surf B: Biointerfaces 61, 298–303.
Jallel CA, Manivannan P, Wahid A, et al. (2009) Drought characteristics and pigments compositions. Int J Agric Biotech 11, 100-105.
Kazan K (2013) Auxin and the integration of environmental signals into plant root development. Ann Bot 112(9), 1655-1665.
Kopparapu NK, Liu Z, Yan Q, et al. (2011) A novel thermostable chitinase (PJC) from pomegranate (Punica granatum) juice. Food Chem 127(4), 1569-1575.
Livak KJ, Schmittgen TD (2001) Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2− ΔΔCT method. Methods 25(4), 402-408.
Masoudzadeh SH, Mohammadabadi MR, Khezri A, et al. (2020) Dlk1 gene expression in different Tissues of lamb. Iran J Appl Anim Sci 10, 669-677.
Mekonen S, Tadesse T (2018) Effect of Varieties and Fungicides on Potato Late Blight (Phytophthora infestans, (Mont.) de Bary) Management. Agrotech J 7, e2.
Mohamadipoor L, Mohammadabadi M, Amiri Z, et al. (2021) Signature selection analysis reveals candidate genes associated with production traits in Iranian sheep breeds. BMC Vet Res 17(1), 1-9.
Mohammadabadi M, Golkar A, Askari Hesni M (2023) The effect of fennel (Foeniculum vulgare) on insulin-like growth factor 1 gene expression in the rumen tissue of Kermani sheep. Agric Biotechnol J 15 (4), 239-256.
Mohammadabadi M, Masoudzadeh SH, Khezri A, et al. (2021) Fennel (Foeniculum vulgare) seed powder increases Delta-Like Non-Canonical Notch Ligand 1 gene expression in testis, liver, and humeral muscle tissues of growing lambs. Heliyon 7 (12), e08542.
Mohammadinejad F, Mohammadabadi M, Roudbari Z, Sadkowski T (2022) Identification of Key Genes and Biological Pathways Associated with Skeletal Muscle Maturation and Hypertrophy in Bos taurus, Ovis aries, and Sus scrofa. Animals 12(24), e3471.
Návarová H, Bernsdorff F, Döring AC, Zeier J (2012) Pipecolic acid, an endogenous mediator of defense amplification and priming, is a critical regulator of inducible plant immunity. Plant Cell 24, 5123-5141.
Recchia G. H, Caldas D. G. G, Beraldo A. L. A, et al. (2013) Transcriptional analysis of drought-induced genes in the roots of a tolerant genotype of the common bean (Phaseolus vulgaris L.). Int. J. Mol. Sci 14 (4), 7155-7179.
Regalado AP, Pinheiro C, Vidal S, et al. (2000) The Lupinus albus class-III chitinase gene, IF3, is constitutively expressed in vegetative organs and developing seeds. Planta 210, 543-550.
Santos IS, Da Cunha M, Machado OLT, Gomes VM (2004) A chitinase from Adenanthera pavonina L. seeds: Purification, characterisation and immunolocalisation. Plant Sci J 167(6), 1203–1210.
Saxena NP, Singh O, Sethi SC, et al. (2005) Genetic enhancement of drought tolerance in chickpea (short note). (WWW. ICRISAT.org). -Sayed, O.H. 2003. Chlorophyll fluorescence as a tool in cereal crop research. Photosynthetica 41, 321-330.
Shokri S, Khezri A, Mohammadabadi M, Kheyrodin H (2023) The expression of myh7 gene in femur, humeral muscle and back muscle tissues of fattening lambs of the kermani breed. Agric Biotechnol J 15(2), 217-236
Sinclair TR (2011) Challenges in breeding for yield increase for drought. Trends Plant Sci 16, 289–293.
Takenaka Y, Nakano S, Tamoi M, et al. (2009) Chitinase gene expression in response to environmental stresses in Arabidopsis thaliana: chitinase inhibitor allosamidin enhances stress tolerance. Biosci Biotechnol Biochem 73(5), 1066-1071.
مجله بیوتکنولوژی کشاورزی
دوره 16، شماره 4
دی 1403
صفحه 33-48

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار