کاربرد بیومارکرهای لیپیدی برای ارزیابی ساختار جمعیت میکروبی خاک

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

چکیده

تعادل اکولوژیک جوامع میکروبی خاک، با توجه به نقش حیاتی و محوری آن­ها به عنوان شاخص سلامت اکوسیستم خاک، از اهمیت بالایی برخوردار می­باشد. بهره‌گیری از روش‌های مختلف برای دستیابی به وضعیت جامعه میکروبی خاک وجود دارد. روش­های کشت میکروبی برای این منظور مناسب نیستند، زیرا قسمت اعظم ریزجانداران قادر به رشد در محیط کشت نمی­باشند. روش­های مولکولی و تکنیک­های بر پایه DNA فقط تنوع میکروبی را می­دهند. پس یک روش سریع برای ارزیابی ساختار جامعه میکروبی در خاک استفاده از الگو اسید چرب فسفولیپیدی (PLFA) می­باشد (زیرا بعد از مرگ سلول به سرعت توسط فعالیت آنزیم فسفاتاز تجزیه می­شود). به­علاوه PLFA می­تواند اطلاعات وسیع از تنوع، زیست­توده و وضعیت تغذیه­ای– فیزیولوژیک آن­ها فراهم آورد. PLFAهای مخصوص و معینی مثل نسبت اسید چرب فسفولیپید با موقعیت (ترانس) 16:1ω7t به اسید چرب فسفولیپید با موقعیت (سیس) 16:1ω7c (trance/cis)، نسبت مجموع اسیدهای چرب فسفولیپیدی سیکلوپروپیل (cy17:0 و cy19:0) به مجموع اسیدهای چرب فسفولیپیدی با یک پیوند دوگانه پیشگام  16:1ω7و 18:1ω7) (cy/pre)، نسبت اسیدهای چرب فسفولیپیدی اشباع­شده به غیراشباع با یک پیوند دوگانه (S/M)، نسبت اسیدهای چرب فسفولیپیدی باکتری­های گرم منفی به اسیدهای چرب باکتری­های گرم مثبت (G-/G+) و نسبت اسید چرب فسفولیپیدی قارچ­های ساپروفیت (18:2ω6,9) به اسیدهای چرب نشانگر باکتری­ها (F/B)، قادرند به عنوان شاخص­های وضعیت فیزیولوژیکی یا تغذیه در شرایط مختلف محیطی همچون خاک­های آلوده­شده به فلزات سنگین، تغییرات pH،  تغییرات عمق، خشکی، شوری، مدیریت­های مختلف کشاورزی و شرایط غرقابی، برای ارزیابی جوامع میکروبی خاک به کار می­روند. روش تجزیه PLFA در خاک و تعیین زیست­توده، تنوع میکروبی و وضعیت فیزیولوژیک در اینجا بررسی می­شود

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Using of lipid biomarkers for assessing soil microbial community structure

نویسندگان [English]

  • Mohsen Barin
  • Naser Ali Asghar Zad
  • Mir Hassan Rasouli Sadeqiani
چکیده [English]

The ecological balance of microbial community (MC) is very important as an index of soil ecosystem health due to the pivotal and vital roles of MC. Microbial culture methods are suitable for this purpose because the majority of soil microorganisms unable to grow on synthetic media. DNA- based molecular analyses just provide microbial diversity data. Then a rapid method for the assessment of soil microbial community structure is using phospholipid fatty acid (PLFA) patterns (because they are degraded rapidly after cells death, by the action of phosphatases). Moreover, PLFA provide broad information dealing with microbial diversity, biomass and their nutritional - physiological status. Certain and specific PLFAs, viz. trans/cis ratio ( monounsaturated fatty acids (16:1w7t) to 16:1w7c), cy/pre ratio )cyclopropyl (cy17:0 + cy19:0) fatty acids to precursor (16:1ω7+18:1ω7 ) fatty acids, S/M ratio (saturated to monosaturated fatty acids), G-/G+ ratio (Gram negative bacteria to Gram positive bacteria fatty acids), F/B ratio (saprophytic fungi to bacterial fatty acids) were able as indicators of physiological or nutritional status in different environmental conditions, such as heavy metals polluted soils, changes in pH, depth changes drought, salinity, different agricultural managements and flooding are used for evaluation of soil microbial communities. The method of PLFA analysis in soil and determining microbial diversity, biomass and their physiological status are addressed here.

کلیدواژه‌ها [English]

  • PLFA
  • environmental stresses
  • environmental assessment
  • signature fatty acids
  • microbial community structure

اصل مقاله

کاربرد بیومارکرهای لیپیدی برای ارزیابی ساختار جمعیت میکروبی خاک

 

محسن برین1*، ناصر علی اصغر زاد2، میرحسن رسولی صدقیانی3

 

1استادیار گروه علوم خاک دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران.

2 استاد گروه علوم خاک دانشگاه تبریز، تبریز، ایران.

3دانشیار گروه علوم خاک دانشگاه ارومیه، ارومیه، ایران.

تاریخ دریافت: 25/10/1392، تاریخ پذیرش: 17/10/1393

چکیده

تعادل اکولوژیک جوامع میکروبی خاک، با توجه به نقش حیاتی و محوری آن­ها به عنوان شاخص سلامت اکوسیستم خاک، از اهمیت بالایی برخوردار می­باشد. بهره‌گیری از روش‌های مختلف برای دستیابی به وضعیت جامعه میکروبی خاک وجود دارد. روش­های کشت میکروبی برای این منظور مناسب نیستند، زیرا قسمت اعظم ریزجانداران قادر به رشد در محیط کشت نمی­باشند. روش­های مولکولی و تکنیک­های بر پایه DNA فقط تنوع میکروبی را می­دهند. پس یک روش سریع برای ارزیابی ساختار جامعه میکروبی در خاک استفاده از الگو اسید چرب فسفولیپیدی (PLFA) می­باشد (زیرا بعد از مرگ سلول به سرعت توسط فعالیت آنزیم فسفاتاز تجزیه می­شود). به­علاوه PLFA می­تواند اطلاعات وسیع از تنوع، زیست­توده و وضعیت تغذیه­ای– فیزیولوژیک آن­ها فراهم آورد. PLFAهای مخصوص و معینی مثل نسبت اسید چرب فسفولیپید با موقعیت (ترانس) 16:1ω7t به اسید چرب فسفولیپید با موقعیت (سیس) 16:1ω7c (trance/cis)، نسبت مجموع اسیدهای چرب فسفولیپیدی سیکلوپروپیل (cy17:0 و cy19:0) به مجموع اسیدهای چرب فسفولیپیدی با یک پیوند دوگانه پیشگام  16:1ω7و 18:1ω7) (cy/pre)، نسبت اسیدهای چرب فسفولیپیدی اشباع­شده به غیراشباع با یک پیوند دوگانه (S/M)، نسبت اسیدهای چرب فسفولیپیدی باکتری­های گرم منفی به اسیدهای چرب باکتری­های گرم مثبت (G-/G+) و نسبت اسید چرب فسفولیپیدی قارچ­های ساپروفیت (18:2ω6,9) به اسیدهای چرب نشانگر باکتری­ها (F/B)، قادرند به عنوان شاخص­های وضعیت فیزیولوژیکی یا تغذیه در شرایط مختلف محیطی همچون خاک­های آلوده­شده به فلزات سنگین، تغییرات pH،  تغییرات عمق، خشکی، شوری، مدیریت­های مختلف کشاورزی و شرایط غرقابی، برای ارزیابی جوامع میکروبی خاک به کار می­روند. روش تجزیه PLFA در خاک و تعیین زیست­توده، تنوع میکروبی و وضعیت فیزیولوژیک در اینجا بررسی می­شود.

واژه­های کلیدی: اسیدهای چرب فسفولیپید، تنش­های محیطی، ارزیابی محیط، اسیدهای چرب نشانگر، ساختار جوامع میکروبی.



مقدمه

اکوسیستم خاک، محیطی زنده، فعال و پیچیده می­باشد که هستی بخش توانا، مدیریت خاک را به طور طبیعی به موجودات خاکزی سپرده است و برای انجام چنین کاری توانایی لازم را در طبیعت آنها نهاده­است. بهترین نمود این توانایی را می­توان در اکوسیستم­های طبیعی مصون مانده از دخالت­های انسان مشاهده کرد که طی قرن­های متمادی، سرسبز و پربار در حالت تعادل باقی مانده­اند (Saleh Rastin, 2005). جوامع میکروبی خاک نقش حیاتی و محوری در تجزیه مواد آلی (Wardle et al., 2004; Barin et al., 2010)، چرخه عناصر غذایی (Sarikhani et al., 2014; Zak et al., 2003)، هموستازی (Carney & Matson 2005)، همزیستی با گیاهان (Barin et al., 2006a, 2006b; Barin et al., 2008; Rasouli-Sadaghiani et al., 2010; Barin et al., 2013)، حاصلخیزی خاک و سلامت  گیاهان (Hajiboland et al., 2004; Bing-Ru et al., 2006; Barin et al., 2006b) ایفا می­کنند. بنابراین منطقی است که تعادل اکولوژیک ساختار جوامع میکروبی خاک به عنوان شاخص سلامت اکوسیستم خاک به­کار رود. شاخص­های مورد استفاده برای بررسی وضعیت اکوسیستم خاک، باید قادر باشند تغییرات در مدیریت، آب و هوا و شرایط تنش را در اکوسیستم منعکس کنند. تا همین اواخر تغییر در خصوصیات فیزیکی شیمیایی مانند pH، EC، وضعیت عناصر قابل دسترس و کربن آلی خاک برای ارزیابی پاسخ به شرایط تنش به­کار برده می­شدند (Kaur et al., 2005). ولی این ویژ­گی­ها به اندازه کافی حساس نیستند تا تغییر در زیست بوم خاک را در مراحل اولیه پیش­بینی کنند. از طرفی خصوصیات میکروبی خاک جواب  خیلی سریع به بهم­خوردگی و تغییرات محیط­زیست می­دهند. به­طور معمول، پاسخ به تنش، با مقیاس میکروبی از نظر تعداد میکروب، شدت تنفس میکروب­ها و فعالیت میکروبی مطالعه می­شود (Aslani et al., 2009, 2011; Shahbazi et al., 2013). ولی این­ها شاخص­های خیلی حساس نیستند چون عملکردهای فراوان و برهمکنش­های بسیار پیچیده در درون جوامع میکروبی وجود دارد (Kaur et al., 2005).

روش­های کارآمد برای مدیریت خاک، تولیدات کشاورزی و ارزیابی کیفیت محیط­زیست، نیاز به تکنیک­ها و روش­هایی دارد که بتوان جوامع میکروبی خاک را شناسایی و مورد سنجش قرار داد. این تکنیک­ها،  به دو دسته تکنیک­های بیوشیمیایی و تکنیک­های مولکولی تقسیم می­شوند (Kirk et al., 2004; Barin et al., 2014a). هر یک از این تکنیک­ها دارای مزایا و معایبی هستند به­عنوان مثال روش­های بر پایه کشت میکروبی، نمی­توانند میکروارگانیسم­های غیر­ قابل­کشت را مشخص کنند (همه میکروارگانیسم­ها قادر نیستند در محیط کشت رشد کنند) (2013 Poormazaheri et al.,). همچنین استخراج کلDNA  یا RNA از جوامع میکروبی و متعاقب آن ارزیابی جامعه میکروبی با تکنیک­هایی همچون [1]DGGE و [2]TGGT و یا  [3]T-RTLP، به علت تکرارپذیری کم و کارآیی پایین PCR دارای معایب می­باشد (Gelsomino et al., 1999; Cardon & Gage, 2006) به­علاوه این تکنیک­های مولکولی عمدتاً کیفی هستند (Cardon & Gage, 2006). همچنین تکنیک­های مولکولی و تکنیک­های بر پایه PCR مستلزم صرف هزینه و وقت زیاد می­باشند. بنابراین یک روش سریع برای ارزیابی زیست­توده و ساختار جامعه میکروبی در خاک استفاده از الگوهای اسید چرب فسفولیپیدی (PLFA[4]) می­باشد و نیز تکنیک­های مولکولی به­اندازه روش الگوهای PLFA اطلاعات وسیع از تنوع، وضعیت تغذیه­ای - فیزیولوژیک و تنشی نمی­دهند (Zelles, 1999; Cardon & Gage, 2006; Ramsey et al., 2006; Barin et al., 2013a, 2014b).

آنالیز PLFA اثر انگشتی از ساختار جامعه میکروبی را فراهم می­نماید. تجزیه PLFA ساختار جامعه میکروبی، زیست­توده هر گروه و وضعیت تغذیه­ای – فیزیولوژیک جامعه میکروبی را برآورد می­نماید (Zelles, 1999; Cardon & Gage, 2006). این روش به­طور وسیع در مطالعات جامعه میکروبی خاک مورد استفاده قرار می­گیرد (Grifiths et al., 2007; Velasco et al., 2010). در رابطه با کاربرد یا عدم کاربرد اندازه­گیری اسید چرب فسفولیپید برای ارزیابی ساختار جامعه میکروبی، در یک وب­گردی علمی برای "خاک و اسید چرب فسفولیپید" حدود 708 مورد تحقیق علمی در این زمینه یافت شده که از حدود یک تحقیق در سال 1991 به بیش از 80 مقاله علمی در سال­های 2007 تا 2009 رسیده (شکل 1) که نشان می­دهد هنوز روش الگوی اسید چرب فسفولیپید یکی از روش­های کارآمد و مفید در این زمینه می­باشد (Frostegård et al., 2011).

در یک تحقیق برای انتخاب یک روش مناسب برای برآورد جمعیت میکروبی خاک، گزارش کردند که  روش PLFA نسبت به روش­های CLPP[5] و روش­های مبتنی بر PCR به تغییرات رمزی جمعیت میکروبی حساس­تر می­باشد. آن­ها نشان دادند که از بین 32 تحقیق انجام یافته، در 18 تحقیق اثر CLPP  و PLFA یکسان بوده و در 14 تحقیق (حدود 44 درصد) PLFA بهتر بود و همچنین در 25 تحقیق دیگر، در20 تحقیق اثر PLFA و روش­های مبتنی بر PCR  یکسان بوده و در 5 تحقیق (حدود 20 درصد) روش PLFA جمعیت میکروبی را بهتر برآورد کرد.

تعداد مطالعات انجام شده برای  روش­های مبتنی بر PCR  بیشتر از  روش PLFA می­باشد.

 


 

 


شکل 1- تعداد مقالات علمی انتشار یافته در هر سال برای ارزیابی ساختار جمعیت میکروبی خاک با روش الگوی اسید چرب فسفولیپید (Frostegård et al., 2011).

Figure 1- Number of scientific articles published each year for evaluate soil microbial community structure using phospholipid fatty acid pattern (Frostegård et al., 2011).  

 

 

قدرت تفکیک روش­ PCR نسبت به PLFA محدودتر است چون از نظر آماری اطلاعات کمتری از الگوی اثر انگشت روش­های PCR نسبت به الگوی  PLFA بدست می­آید. به عنوان مثال در یک تجزیه DGGE  معمولی ممکن است 50-20 باند قابل آشکارسازی یا قابل سنجش متنوع وجود داشته باشد (به­علت محدودیت آشکار­سازی و شناسایی حداکثر محدوده 10 الی 100 برابر)، در صورتی­که در یک الگوی  PLFA  بیشتر از 70 پیک متنوع به صورت پیوسته در یک محدوده حداقل 1000 برابر آشکار می­شوند. از این­رو کمی کردن تغییر در فراوانی جمعیت یک موجود زنده نیاز به تجزیه­های دیگر و اضافی (نظیر PCR کمی گونه یا گروه  بخصوص) برای تایید دارد (Ramsey et al., 2006).

از این­رو به­نظر می­رسد که PLFA  بهترین روش برای روشن­کردن و برآورد تغییرات ساختار جامعه میکروبی باشد. همچنین PLFAs معین می­توانند به­عنوان نشانگر زیستی برای گروه­های میکروبی خاص مورد استفاده باشند در این روش اسید چرب به طور مستقیم از محیط کشت باکتری یا از نمونه­های محیطی استخراج و بعد از متیله شدن، توسط دستگاه کروماتوگرافی گازی شناسایی می­شود.  به طور معمول چندین اسید چرب فسفولیپیدی وجود دارند که به­عنوان نشانگر گروه­های بخصوص میکروبی مورد استفاده هستند. تجزیه اسید چرب به­طور موفقیت­آمیز برای خصوصیات جامعه میکروبی خاک­های کشاورزی و محل­های آلوده به فلزات سنگین، ترکیبات حلقوی، خاک­های اسیدی و بازی و دیگر محیط­های متنوع و غیر­متشابه بکار می­روند (Frostegård et al., 1993; Aliasgharzad et al., 2010).

 

اسید چرب فسفولیپید (PLFA)

فسفولیپید متشکل از یک گروه فسفات و یک لیپید، که یک قسمت ضروری از غشاء سلول­ها می­باشند و بعد از مرگ سلول به سرعت توسط فسفاتازها تجزیه می­شوند (Baath et al., 1998; DeGrood et al., 2004; Allison et al., 2005) (شکل 2). بنابراین به­نظر می­رسد فسفولیپیدها یک شاخص خوب برای ساختار جوامع میکروبی فعال باشند. اسیدهای چرب غشاء میکروب­ها عموماً 14-20 اتم کربن دارند (Russell, 1995). گونه­های میکروبی، الگوهای اسید چرب فسفولیپیدی ویژه­ای در غشاء سلول خود دارند که به آن اصطلاحاً اسیدهای چرب نشانگر[6] گویند (Allison et al., 2005).

 

نام­گذاری اسیدهای چرب

یکی از روش­های نام­گذاری اسیدهای چرب، روش امگا (ω) می باشد. در این روش اسیدهای چرب به وسیله تعداد کلی اتم­های کربن و سپس به واسطه تعداد کلی باندهای دوگانه و موقعیت شروع باند دوگانه از سر متیل خود نام­گذاری می­شوند. ویژگی باندهای دوگانه با توجه به موقعیت سیس (cis) یا ترانس (trance) تعیین می­شود. برای مثال  18:1ω9cاسید چربی است که دارای 18 اتم کربن، یک باند دوگانه بین کربن­های شماره 9 و 10 از انتهای متیل مولکول و در ساختار سیس است. پیشوندهای cy، i، a و d به ترتیب نشان­دهنده branching cyclopropyl (سیکلوپروپیل شاخه­ای)، iso، anteiso و dicarboxylic هستند (شکل 3). اعدادی که قبل از Me می­آیند نشان­دهنده موقعیت گروه متیل می­باشند. به­عنوان مثال 10Me16:0. پیشوند α و β نشان­دهنده گروه هیدروکسیل اسید چرب می­باشند که در موقعیت دو یا سه قرار دارند (Frostegård et al., 1993; Piotrowska-Seget et al., 2003; Denich et al., 2003; Barin et al., 2013a).

 

روش­های استخراج PLFA      

روش استخراج اسید چرب  در خاک و گیاه در سال 1991 ارائه گردید (Frostegård et al., 1991). این روش شامل چندین مرحله به شرح زیر می­باشد:

مرحله اول: استخراج چربی

در یک لوله سانتریفیوژ 3 گرم خاک (30 میلی­گرم پودر خشک گیاه) ریخته و سپس 10 میلی لیتر محلول شامل (کلروفرم: متانول: بافر سیترات (15/0 مولار اسید سیتریک در 4pH =  با هیدروکسید سدیم) به ترتیب به نسبت حجمی 1 :2: 8/0) اضافه کرده و بعد از ورتکس و سانتریفیوژ، محلول رویی جدا می­گردد.


 

 

 

شکل 2- موقعیت فسفولیپید در غشاء سلول­های زنده (Kaur et al., 2005).

Figure 2- Position of the phospholipids in the membrane of living cells (Kaur et al., 2005).

 

شکل 3 - ساختمان اسیدهای چرب مختلف (Denich et al., 2003).

Figure 3- Structure of different fatty acids (Denich et al., 2003).


 

 

برای جداکردن فاز­ها، به محلول حاصل از سانتریفیوژ، کلروفرم و بافر سیترات اضافه و بعد ورتکس کرده تا دو فاز به خوبی از هم جدا شوند. فاز بالا شامل آب، متانول و مواد محلول در آب همچون کربوهیدرات­ها و پروتئین و غیره، اما فاز پایین شامل فاز کلروفرم محتوی چربی می­باشد. سپس به کمک پیپت پاستور، فاز پایین به­دقت برداشت گردد.

مرحله دوم: جدا سازی چربی­ها

مواد حاصل از مرحله قبل، به ستون سیلیکا منتقل گردیده و برای جدا کردن چربی­های خنثی، گلیکولیپید و فسفولیپید، به ترتیب کلروفرم، استون و متانول به ستون سیلیکا اضافه می­گردد. سپس تمام مواد خروجی در لوله­های جداگانه جمع­آوری می­شود. ادامه آزمایش روی اسید چرب خنثی و اسید چرب فسفولیپیدی بصورت جداگانه انجام می­شود.  

مرحله سوم: متیلاسیون و تشکیل اسید چرب متیل استر ([7]FAME)

برای آنالیز چربی خنثی و فسفولیپیدی باید زنجیره اسید چرب از گروه فسفات و چربی خنثی، تفکیک و به متیل استر تبدیل شوند بدین منظور اسید چرب متیل استر 19 کربنه (19:0) (اسید چرب 19 کربنه در طبیعت وجود ندارد) به عنوان استاندارد به نمونه­های مرحله قبلی اضافه می­گردد. سپس به نمونه­­ها محلول تولوئن: متانول (1:1 حجمی/حجمی) و هیدروکسید پتاسیم 2/. مولار در متانول اضافه می­گردد.  سپس برای جدا شدن کامل دو فاز،  محلول هگزان:کلروفرم (به نسبت حجمی 4 به 1)، اسید استیک یک مولار و آب مقطر به نمونه­ها اضافه و سپس ورتکس و سانتریفیوژ می­گردند. در اینجا محلول به دو فاز تفکیک می­شود که فاز رویی شامل (اسید چرب فسفولیپیدی/اسید چرب خنثی، تولوئن و هگزان) و فاز پایینی شامل(آب، متانول و هیدروکسید پتاسیم) می­باشد که به کمک پیپت پاستور به دقت فاز رویی برداشت می­شود.

مرحله چهارم: کروماتوگرافی گازی (GC)

برای انجام کروماتوگرافی گازی، 25 میکرولیتر از نمونه را داخل ویال مخصوص دستگاه ریخته و سپس درب ویال را با انبر مخصوص محکم بسته و در فریزر تا زمان کروماتوگرافی گازی نگهداری می­گردد. دستگاه کروماتوگرافی گازی استر متیله شده اسید چرب را داخل ستون سیلیکون وارد می­نماید. با عبور دادن گاز نیتروژن و حرارت دادن تدریجی ستون، استرهای متیل اسید چرب به­صورت بخار درآمده و یکی پس از دیگری از ستون خارج می­شوند. در انتهای ستون (که بر اساس خاصیت یونیزه شدن گازها در حرارت زیاد ساخته ­شده­است)، دستگاه خروج گازها را به­صورت منحنی­ها ترسیم می­کند (شکل 4 و 5).

 


 

 

شکل 4- نمایش شماتیک از مراحل استخراج اسید چرب فسفولیپید  (Kaur et al., 2005).

Figure 4- Schematic view of the phospholipid fatty acid extraction (Kaur et al., 2005).

 

شکل 5- طیف­های اسید چرب جدا شده با روش کروماتوگرافی گازی (Barin et al., 2013a).

Figure 5- Fatty acid spectrum of separated by gas chromatography method (Barin et al., 2013a).



تشخیص اسیدهای چرب و برآورد مقدار آن­ها

دستگاه کروماتوگرافی گازی مقدار هر اسید چرب را بصورت پیک نشان می­دهد  و به همراه پیک در فایل، نام و سطح هر پیک با توجه به زمان ماند Retention Time (RT)  که برابر است با زمانی (بر حسب دقیقه) که یک پیک نسبت به زمان شروع ظاهر می­شود) داده می­­شود. بعد از تشخیص پیک مربوط به هر اسید چرب، مساحت هر پیک به واحد وزن (نانو مول بر گرم خاک خشک و یا نانومول بر گرم ریشه) تبدیل می­شود (Olsson, 1999; Frostegård et al., 1993; Barin et al., 2013a, 2013b ).

 

اسیدهای چرب نشانگر (اسید چرب فسفولیپیدی) برای برآورد زیست­توده  میکروب­های خاک

اسید چرب فسفولیپیدی، به دو گروه بزرگ تقسیم می­شوند یک گروه شامل نشانگرهای زیستی عمومی (نشان­دهنده زیست­توده کل) و گروه دیگر شامل نشانگرهای زیستی اختصاصی (نشان­دهنده وجود و حضور میکروارگانیسم معین و مشخص می­باشند) (Evgrafova et al., 2008) (جدول1-2). 

سیزده نشانگر زیستی اسیدهای چرب مورد استفاده برای باکتری­ها شامل:i14:0، i15:0، a15:0، 15:0، i16:0، 9ω16:1، 16:1ω7، i17:0، a17:0، 17:0، cy17:0، 18:1ω7 و cy19:0 بوده که مجموع آن­ها به­عنوان زیست­توده باکتری­ها محسوب ­شدند (Frostegård & Baath 1996; Olsson, 1999; Aliasgharzad et al., 2010; Barin et al., 2013a).

فراوان­ترین اسیدهای چرب فسفولیپیدی مورد استفاده برای باکتری­های گرم منفی شامل: 16:1ω7t، 18:1ω7، cy17:0 و cy19:0 بوده در صورتی که فراوان­ترین اسیدهای چرب فسفولیپیدی مورد استفاده برای باکتری­های گرم مثبت شامل i14:0، i15:0، a15:0، i16:0، a17:0 و i17:0 می­باشند. اسیدهای چرب فسفولیپیدی  10Me16:0، 10Me17:0 و 10Me18:0 به­عنوان نشانگرهای زیستی برای اکتینومیست­ها مورد استفاده قرار گرفتند. اسید چرب فسفولیپیدی مورد استفاده برای قارچ­های ساپروفیت 18:2ω6,9 بوده در حالیکه اسید چرب فسفولیپید و نوترال لیپید 16:1ω5 به عنوان شاخص قارچ­ریشه­های آربوسکولار مورد استفاده قرار گرفت.  نسبت بین اسید چرب فسفولیپید و نوترال لیپید 16:1ω5 برای تشخیص بین قارچ­ریشه­های آربوسکولار و باکتری­ها استفاده شد که این نسبت در قارچ­ریشه­ها بالا است (1 تا 200) ولی در باکتری­ها کمتر از یک می­باشد (Frostegård & Baath 1996; Kieft et al., 1997; Bossio & Scow, 1998; Olsson, 1999; Green & Scow, 2000; Piotrowska-Seget & Mrozik, 2003; Kucera & Dick, 2008; Olsson et al., 2010; Aliasgharzad et al., 2010, 2011; Barin et al., 2013a, 2013b, 2014b).

 

شاخص­های تنش فیزیولوژیکی یا تغذیه

اسیدهای چرب فسفولیپید مورد استفاده برای تنش­های فیزیولوژیک و تغذیه­ای شامل نسبت اسیدهای چرب فسفولیپیدی اشباع­شده به غیراشباع با یک پیوند دوگانه (S/M)، نسبت مجموع اسیدهای چرب فسفولیپیدی سیکلوپروپیل (cy17:0 و cy19:0) به مجموع اسیدهای چرب فسفولیپیدی با یک پیوند دوگانه پیشگام[8]  16:1ω7و 18:1ω7) (cy/pre)، نسبت اسید چرب فسفولیپیدی قارچ­های ساپروفیت به مجموع اسیدهای چرب فسفولیپیدی باکتری­ها (F/B)، نسبت اسیدهای چرب فسفولیپیدی باکتری­های گرم منفی به باکتری­های گرم مثبت (G-/G+) و همچنین نسبت اسیدهای چرب فسفولیپیدی با یک پیوند دوگانه ترانس به سیس بوده است (trans/cis) (    Guckert et al., 1986; Kaur et al., 2005; Aliasgharzad et al., 2010; Barin et al., 2013a, 2014b) (جدول1).

 

کاربرد بیومارکرهای لیپیدی تحت شرایط مختلف محیطی

اسید چرب فسفولیپیدی به­طور وسیع برای ارزیابی ساختار جوامع میکروبی خاک تحت شرایط مختلف شامل غلظت بالای عناصر سنگین، تغییرات pH،  تغییرات عمق، خشکی، شوری، مدیریت­های مختلف کشاورزی، شرایط غرقابی و آلودگی­های خاک، مورد استفاده قرار می­گیرد یکی از فواید این روش پوشش دادن محدوده وسیعی از گروه­های میکروبی شامل قارچ­ها و باکتری­ها می­باشد (Kaiser  et al., 2010; Barin et al., 2013a, 2014b). 

 

مدیریت­های کشاورزی

مدیریت­های مختلف کشاورزی می­توانند روی اسیدهای چرب فسفولیپیدی غشای میکروب­های خاک مؤثر باشند. اسید چرب فسفولیپیدی خاک همبستگی بالا (82/0r=) با مقدار کربن آلی دارد (Barin et al., 2013a). هممچنین نسبت قارچ به باکتری با مقدار کربن آلی همبستگی بالایی (94/0r=) داشت (Frostegard & Baath, 1996). مقدار اسید چرب فسفولیپید 18:2ω6,9  (به­عنوان نشانگر قارچ­های ساپروفیت) در اراضی تحت کشت و کار نسبت به اراضی آیش کمتر می­باشد زیرا شخم رشد قارچ­ها را مختل می­کند و مقدار اسیدهای چرب نشانگر باکتری­ها در زمین­های آیش نیز بیشتر بود (Hedlund, 2002; Zornoza et al., 2009).

اسید چرب فسفولیپید 16:1ω5 نشانگر مربوط به قارچ­ریشه در خاک جنگلی (مخصوصاً جنگل سوزنی برگ) کمتر از اراضی کشاورزی می­باشد زیرا گیاهان میزبان در بین محصولات کشاورزی بیشتر می­باشند (Hedlund, 2002).  


 

 

جدول1- گروه­های میکروبی به همراه اسیدهای چرب اختصاصی.

Table 1- Microbial communities along with specific fatty acids.

گروه­های میکروبی

Microbial groups

نشانگرهای اسید چرب

Markers of fatty acid

مرجع

Reference

Most of bacteria

i14:0، i15:0، a15:0، 15:0، i16:0، 9ω16:1، 16:1ω7، i17:0، a17:0، 17:0، cy17:0، 18:1ω7 و cy19:0

Frostegard & Baath, 1996, Barin et al., 2015

Gram-negative bacteria

Monounsaturated and cyclopropane PlFAs (16:1ω7t، 18:1ω7، cy17:0 و cy19:0(

Aliasgharzad et al., 2010

Gram-positive bacteria

iso and anteiso FAs (Sum of i14:0, i15:0, a15:0, i16:0, i17:0, and a17:0) (Branched PLFAs)

Frostegard & Baath, 1996; Barin et al., 2013a

Fungi

 

18:2ω6,9

 

Olsson, 1999

Actinomycetales 

10Me16:0، 10Me17:0 و 10Me18:0

Aliasgharzad et al., 2010

Mycorrhizal fungi

16:1ω5

Aliasgharzad et al., 2011;  Barin et al., 2013b

Methanotrophs

16:1ω8c, 16:1ω8c

Boschker &  Middelburg, 2002

Desulfovibrio

i17:1 ω 7c,  i15:1 ω 7c,  i19:1 ω 7c

Edlund, 1985

Desulfolubus

17:1 ω 6, 15:1

Guckert, 1986

Clostridia

cy15:1

Salomonováa et al., 2003

Aerobes

16:1 ω 7, 16:1 ω 7t, 18:1 ω 7t

Hill et al., 2000

Diatoms

16:1 ω 3t, 20:5 ω 5, 20:5 ω 3

Salomonováa et al., 2003

Green algae

16:1ω13t, 18:3ω3, 18:1ω9

Salomonováa et al., 2003

Higher plants

18:1ω9, 18:1ω11, 18:3ω3, 20:5ω3, 26:0

Salomonováa et al., 2003

Thiobacillus

i17:1ω5, 10Me18:1ω6, 11Me18:1ω6

Kerger, 1986

Protozoa

20:2 ω 6, 20:3 ω 6, 20:4 ω 6

Hill et al., 2000

 Microbial stress indicators

 

cy/pre ratio

(cy17:0+cy19:0)/(16:1ω7+18:1ω7)

Kucera & Dick, 2008; Barin et al., 2014, Barin et al., 2015

S/M ratio

Saturated/Monosaturated PLFAs*

Kieft et al., 1994;

(tranc/cis)

16:1ω7t/16:1ω7c

Guckert et al.,

1986; Frostegard & Baath, 1996

G-/G+

Gram negative bacteria /Gram positive bacteria PLFAs

Barin et al., 2013a, Barin et al., 2015

F/B

Saprophytic fungi/ bacteria PLFAs

Bossio & Scow 1997; Kaur et al., 2005

* (Saturated PLFAs) 14:0, 15:0, 16:0, 17:0, 18:0

* MONO (Monosaturated PLFAs) i16:1, 16:1ω11, 16:1ω7, 16:1ω5, 17:1ω9, a17:1, 17:1ω8, 18:1ω9, 18:1ω7, 18:1ω5, 11Me18:1ω7

 

او همچنین معتقد بود که برای هر گونه تغییر در اکوسیستم گیاهی نه­ تنها مدیریت جامعه گیاهی بلکه عکس­العمل جامعه گیاهی و میکروارگانیسم­ها هردو مهم می­باشند. Mubyana-John et al. (2007)  نشان دادند که آتش­سوزی سبب تغییر غالبیت جمعیت میکروبی از باکتری­ها به قارچ­ها و اکتینومیست می­شود. آن­ها بیان داشتند که اسید چرب فسفولیپید 18:2ω6,9 (نشانگر قارچ ساپروفیت) و10Me16:0 (یکی از نشانگر­های اکتینومیست) افزایش یافت. تحقیقی در 42 مکان در کالیفرنیا، روی چند نوع کاربری اراضی شامل مراتع و چمنزارهای طبیعی و مصنوعی، زمین­های شخم­خورده و زمین­هایی با حداقل شخم، انجام شد. آن­ها نشان دادند که بیشترین مقدار کربن، نیتروژن و زیست­توده میکروبی (PLFAs) در چمنزارهای طبیعی وجود دارد. همچنین گزارش کردند که در یک نوع کاربری اراضی ساختار جوامع میکروبی به خصوصیات و عوامل مدیریتی وابسته می­باشد (Steenwertha et al., 2003). Hedlund (2002) نشان داد که پس از دو سال تغییر در مدیریت زمین­های کشاورزی و کاشت گیاهان مرتعی و لگوم علوفه­ای به­جای گیاهان زراعی، جمعیت باکتری­ها و قارچ­های ساپروفیت افزایش یافته­است و همچنین با اندازه­گیری تنفس نشان داد که فعالیت میکروبی و زیست­توده نیز افزایش یافته­است.

شوری

شاخص­های بیولوژیک مانند تنفس و زیست­توده میکروبی، با افزایش شوری کاهش می­یابند (Aliasgharzad et al., 2001; Wichern et al., 2006; Barin et al., 2013a; Barin et al., 2015). با افزایش تنش شوری، اسیدهای چرب سیکلو پروپیل (cy17:0 و cy19:0) و اسیدهای چرب ترانس (16:1ω7t) افزایش می­یابد (Kaur et al., 2005) و نیز در تحقیقی نسبت اسید چرب نشانگر باکتری­های گرم منفی به اسید چرب نشانگر باکتری­های گرم مثبت و همچنین نسبت اسید چرب اشباع (بدون پیوند دوگانه) به اسید چرب با یک پیوند دوگانه افزایش یافت (Barin et al., 2013a) (شکل 6). آن­ها بیان داشتند که احتمالاً به­نظر می­رسد که افزایش در اسیدهای چرب سیکلوپروپیل، ترانس و اشباع در غشاء، سبب سازگاری و افزایش مقاومت و پایداری نسبت به آن شرایط تنشی در میکروب می­شود. بقای بیشتر باکتری­های گرم منفی­ تحت شرایط تنش می­تواند مربوط به حضور و وجود اسید چرب سیکلو در غشاء آن­ها و لایه لیپوپلی­ساکارید خارجی باشد که می­توانند شرایط تنش را بهتر تحمل کنند (Kaur et al., 2005) و نیز باکتری­های گرم منفی فاقد اسیدهای چرب شاخه­ای هستند اما محتوی مقدار زیادی اسیدهای چرب سیکلوپروپان، اشباع شده و اسیدهای چرب با یک پیوند دوگانه می­باشند (Denich et al., 2003; Barin et al., 2013a).

با افزایش شوری اسید چرب نشانگر قارچ ساپروفیت و آرگوسترل افزایش می­یابد (Wichern et al., 2006). همچنین در بین اسیدهای چرب مختلف تشخیص داده­شده، اسیدهای چرب 10Me16:0، 10Me17:0 و10Me18:0  (به­عنوان نشانگرهای اسید چرب اکتینومیست) و اسید چرب 16:1ω5 (به­عنوان نشانگرهای قارچ­ریشه) در خاک اطراف ریشه سالیکورنیا پایین­ترین مقدار را داشتند. سهم هر یک از سه گروه اصلی اسید چرب (اشباع، اشباع شاخه­ای و غیراشباع) برای خاک اطراف ریشه سه گیاه مختلف در شکل 7 آمده­است. سهم اسیدهای چرب اشباع شاخه­ای در سالیکورنیا نسبت به دو گروه اسید چرب دیگر و همچنین نسبت به دو گیاه دیگر کمتر بود. بخشی از اسیدهای چرب اشباع شاخه­ای ذکر شده مربوط به نشانگرهای اکتینومیست (10Me16:0، 10Me17:0 و 10Me18:0) و باکتری­های گرم مثبت (i14:0، i15:0،i16:0  و a17:0) می­باشند (Barin et al., 2013a; Barin et al., 2015). آن­ها همچنین ساختار جمعیت میکروبی را در شورزارهای دشت تبریز به­ صورت زیر گزارش کردند: اکتینومیست­ها < قارچ­های ساپروفیت < باکتری­های گرم مثبت < باکتری­های گرم منفی

 

خشکی و کمبود عناصر غذایی

تنش خشکی و کمبود عناصر غذایی در باکتری­های Pseudomonas aureofaciens  و Arthrobacter protophormiae  سبب افزایش نسبت اسید چرب اشباع به غیر اشباع، افزایش نسبت اسید چرب ترانس به سیس و افزایش اسید چرب سیکلوپروپیل (cy19:0 و cy17:0) به منوانوئیک (16:1ω7 و18:1ω7) در طول 16 روز انکوباسیون شده است. در حالی­که در شرایط بهبود تغذیه سبب کاهش نسبت اسید چرب اشباع به غیر اشباع و اسید چرب سیکلوپروپیل به منوانوئیک می­شود (Kieft et al., 1997; Kucera & Dick 2008).

 

pH

pH خاک از طریق تأثیر بر اسیدهای چرب، بر ترکیب جوامع میکروبی خاک مؤثر می باشد. در تحقیقی با افزایش pH خاک­های جنگل­ (با افزودن خاکستر چوب و یا آهک) از حدود 4 به حدود 7 مشخص شد که مقدار اسید چرب 16:1ω5 (نشانگر قارچ­ریشه) سه برابر افزایش یافت و همچنین اسیدهای چرب i14:0، 16:1ω9، 16:1ω7c، cy17:0،18:1ω7  و 10Me18:0 نیز در جنگل­های تیمار شده باخاکستر چوب و یا آهک افزایش یافت. اسید چرب 18:2ω6,9 (قارچ ساپروفیت) تغییر معنی­داری نداشت. در مجموع الگوی اسید چرب فسفولیپیدی نشان داد که با افزایش pH، باکتری­های گرم منفی افزایش و گرم مثبت کاهش، قارچ­ها بدون تغییر و اکتینومیست­ها افزایش یافتند (Frostegård et al.,1993).

 

 

 

 

 

شکل 6-  مقایسه میانگین شاخص­های تنشی در خاک اطراف ریشه سه گیاه یونجه، پیاز و سالیکورنیا (Barin et al., 2013a).

Figure 6- The means of stress indices in soil around the root three plants of alfalfa, onion and Salicornia (Barin et al., 2013a).

 

شکل 7- سهم هریک از اسید های چرب اشباع، اشباع شاخه­ای و غیر اشباع در خاک اطراف گیاهان یونجه، پیاز و سالیکورنیا  (Barin et al., 2013a).

Figure 7- Proportion of fatty acids divided into saturated, branched and unsaturated soil around the roots of plants of alfalfa, onion and Salicornia (Barin et al., 2013a).

 



در تحقیقی دیگر روی اسیدی شدن مراتع در جنوب سوئد، دریافتند که اسید چرب نوترال­لیپید 16:1ω5 به­عنوان نشانگر قارچ­ریشه آربوسکولار رابطه معنی­دار با pH در لایه سطحی (20-10 سانتیمتر) نداشت هرچند در لایه پایین­تر (30-20 سانتیمتر) یک رابطه مثبت بین pH و اسید چرب خنثی 16:1ω5 بدست آمد(Aliasgharzad et al., 2010).

 

غلظت بالای عناصر سنگین

تحقیقات زیادی در مورد غلظت بالای عناصر سنگین مثل Cd، Cu، Pb، Zn، Ni و As بر زیست­توده و ساختار جوامع میکروبی خاک صورت گرفته و نتایج جالب و درخور توجه بدست آمد (Frostegård et al.,1993, 1996; Kelly et al., 1999; Aliasgharzad et al., 2011; Rahmanian et al., 2011, 2012; Molaei et al., 2012; Kazemalilou et al., 2013  ). با افزایش غلظت عناصر سنگین در خاک، مقدار نسبی اسیدهای چرب br18:0، br17:0، i16:0 و i16:1 افزایش یافت هرچند اسیدچرب 20:4 و 18:2ω6,9 (اسید چرب قارچ­ها) کاهش نشان داد. این نشان می­دهد که قارچ­ها به آلودگی عناصر سنگین حساس­تر هستند و نیز نسبت قارچ به باکتری با افزایش آلودگی کاهش نشان داد (Pennanen et al., 1996) ولی غلظت­های بالاتر عناصر سنگین (Cd، Pb و Cu) به­طور مثبت با اسید چرب فسفولیپید متیل و سیکلو همبستگی داشت این موضوع نشان می­دهد که یکی از سازوکار مقاومت و سازگاری میکروب­ها تبدیل اسید چرب سیس به سیکلو می­باشد (Córdova-Kreylos et al., 2006) (شکل 8).

تاثیر آلودگی Zn بر ساختار جامعه میکروبی خاک جنگلی با مواد هوموسی بالا و یک خاک زراعی در یک دوره 18 ماهه با استفاده از اسید چرب فسفولیپیدی مورد ارزیابی قرار گرفت. خاک­ها با 10 غلظت مختلف (0-256 میلی­مول بر کیلوگرم وزن خشک) از Zn آلوده شده و در 22درجه سانتیگراد نگهداری شدند. الگوی اسید چرب فسفولیپید در چهار مرحله (بعد از دو هفته و بعد از 2، 6 و 18 ماه) تعیین شد مقدار اسید چرب 16:1ω5 با افزایش آلودگی Zn و انکوباسیون کاهش نشان داد. نسبت اسید چرب فسفولیپید 16:1ω7t (ترانس) به 16:1ω7c (سیس) به­عنوان شاخص گرسنگی در خاک جنگل با زیاد شدن آلودگی Zn، افزایش و با انکوباسیون کاهش یافت به­نظر می­رسد که تحت شرایط تنشی برای سازگاری بیشتر اسید چرب سیس به­ ترانس تبدیل می­شوند (شکل 9) به­طور کلی مقدار کل اسید چرب فسفولیپید بعد از 18 ماه کاهش یافت (Frostegård et al.,1996).

 


 

 

شکل8 - تبدیل اسید چرب سیس به اسید چرب سیکلوپروپیل (Kaur et al., 2005).

Figure 8- Conversion of cis fatty acids to fatty acid cyclopropyl (Kaur et al., 2005).

 

 

 

 

 

 

شکل 9-  تبدیل اسید چرب سیس به اسید چرب ترانس.

Figure 9- Conversion of cis fatty acids to fatty acid trans.


 

 

تحقیق دیگری در غلظت بالای Zn (کاربرد  6000 میلی­گرم Zn در کیلو­گرم خاک) بر جمعیت میکروبی با روش­های شمارش کلنی (باکتری­های قابل کشت)، زیست­توده میکروبی (تدخین با کلروفرم)، اندازه­گیری فعالیت آنزیم دهیدروژناز و اسید چرب فسفولیپید بعد از 420 روز انکوباسیون نشان داد که فعالیت آنزیم دهیدروژناز 93 درصد کمتر از شاهد، اسید چرب فسفولیپید باکتریایی و قارچ­ریشه کاهش ولی قارچ ساپروفیت افزایش یافت. باکتری­های قابل کشت 87 درصد کاهش و زیست­توده میکروبی (روش تدخین) 47 درصد کاهش یافت (Kelly et al., 1999). در مطالعات دیگر پروفیل اسید چرب فسفولیپیدی در یک خاک هوموسی جنگلی و یک خاک زراعی آلوده شده به Cd، Cu، Ni، Pb و Zn در غلظت­های متفاوت بررسی شد. در هر دو خاک تغییر تدریجی در الگوی اسید چرب فسفولیپیدی در سطوح غلظت عناصر سنگین مشاهده شد. تغییرات در خاک جنگلی برای همه فلزات یکسان بودند ولی در خاک زراعی برای هر فلز مختلف بود. در هر دو خاک اسیدهای چرب فسفولیپید ایزو شاخه­ای (i15:0  و i17:0) و اسیدهای چرب فسفولیپیدی با یک پیوند دوگانه (16:1ω7 و  16:1ω5) کاهش در حالی­که اسید چرب i16:0 و اسیدهای چرب شاخه­ای br17:0  و br18:0 و اسید چرب سیکلوپروپان cy17:0 افزایش نشان داد. در خاک جنگلی آلوده به فلز سنگین اسیدهای چرب فسفولیپید شاخه­ای 10Me16:0، 10Me17:0 و 10Me18:0 (نشانگر اکتینومیست) افزایش در صورتی­که در خاک زراعی آلوده به فلز سنگین اسیدهای چرب فسفولیپید شاخه­ای 10Me16:0 و 10Me18:0 در اکثر فلزات سنگین کاهش یافت. اسیدهای چرب فسفولیپید باکتریایی 15:0  و 17:0  در اکثر خاک­های زراعی آلوده به عناصر سنگین افزایش یافت در حالی­که آن­ها در خاک جنگلی تحت تاثیر قرار نگرفتند. اسید چرب فسفولیپید18:2ω6,9  (به عنوان نشانگر قارچ­های ساپروفیت) در خاک زراعی (بجز آلودگی مس) افزایش یافته در حالی­که درخاک جنگلی کاهش نشان داد (Frostegård et al.,1993).

 

شرایط غرقابی

تحت شرایط غرقاب، اسید چرب فسفولیپید 18:2ω6,9 به عنوان نشانگر قارچ­ ساپروفیت بطور معنی­دار کاهش ولی اسید چرب فسفولیپید نشانگر باکتری­های گرم­مثبت افزایش نشان می­داد در صورتی­که بر نشانگرهای مربوط به شاخص­های تنشی (سیکلوپروپیل و نسبت ترانس به سیس)  تاثیر معنی­دار نداشت (Bossio & Scow 1998). مدت زمان اشباع نیز می­تواند در گروه­های میکروبی غالب مؤثر باشد به­طوری که Langer & Rinklebe  (2009) دو خاک یوتریک گلایسول[9]  را با مقدار مواد آلی بالا به ترتیب به صورت طولانی مدت و کوتاه مدت اشباع نموده، و گزارش کردند که نشانگر قارچ ساپروفیت (18:2ω6,9) در خاک­های یوتریک گلایسول در اشباع طولانی مدت ده برابر بدست آمد. نتایج آن­ها نشان داد که شرایط محیطی اشباع طولانی مدت (سیلاب و شرایط بدون اکسیژن) برای قارچ­ها بیشتر مضر می­باشد.

 

مواد آلی خاک

عامل اصلی کنترل­کننده جمعیت میکروبی در خاک، کربن آلی است زیرا عموماً قابلیت دسترسی کربن آلی، تولیدات میکروبی را محدود می­کند. Kang (2005) معتقد بود که کربن آلی نه­ فقط به­عنوان یک ماده غذایی برای رشد میکروارگانیسم­ها محسوب می­شود بلکه در تعدیل شرایط محیطی خاک همچون شوری  نیز نقش مهمی را ایفا می­کند. بیشترین جمعیت میکروبی (PLFA کل) همچنین بیشترین جمعیت اسیدهای چرب نشانگر باکتری­ها و قارچ­های ساپروفیت (حتی بیشتر از اراضی زراعی مجاور) در لجن اطراف دریاچه ارومیه بدست آمد (Barin et al., 2013a). نتایج برخی محققان نشان داد که مواد آلی می­توانند تحمل به شوری را در میکروب­ها افزایش دهند زیرا میکروب­ها برای مقابله با تنش شوری، اقدام به سنتز و تولید ترکیبات تنظیم کننده فشار اسمزی (ترکیبات آلی مثل گلوتامین، پرولین، گلایسین، بتائین و ...) می­کنند و برای تولید این ترکیبات نیاز به مقدار زیادی انرژی دارند که این انرژی را از مواد آلی کسب می­کنند (Oren et al., 1999; Hoyle et al., 2008; Barin et al., 2013a). این میکروارگانیسم­ها که در محیط­های شور تکامل یافته­اند قادرند بر اثرات مخرب غلظت بالای نمک غلبه کنند. زیرا ترکیبات داخل سلولی، آنزیم­ها، ریبوزوم­ها، غشاء و ... به روش­های مختلف تغییر می­یابند تا بتوانند شرایط سخت را تحمل کنند (Zahran, 1997). با افزایش کربن آلی، اسیدهای چرب فسفولیپید مربوط به باکتری­ها، قارچ­های ساپروفیت، اکتینومیست نیز افزایش یافته و همبستگی بالایی با همه و یا اکثر گروه­های میکروبی دارا می­باشد (شکل 10 الف و ب).

همچنین با بررسی تجزیه به مولفه­های اصلی نشان دادند که کربن آلی، Total PLFA، Fungal PLFA، Bactria PLFA، Actino PLFA، G+ PLFA و G- PLFA  دارای ضرایب مثبت بزرگ بودند علامت ضرایب عاملی جهت رابطه بین عامل و متغیر را نشان می­دهد. بنابراین انتظار می­رود دو متغیر با ضرایب عاملی بالا و علامت همسان در یک عامل، هم­بستگی مثبت با همدیگر داشته باشند (Barin et al., 2013a).

 


 

 

 

 

شکل 10-الف و ب رابطه درصد کربن  آلی خاک با مقدار گروه­های میکروبی (Barin et al., 2013a).

Figure 10-A and B, Relation of soil organic carbon percentage and the amount of microbial groups (Barin et al., 2013a).


 


عمق

با افزایش عمق، ساختار جامعه میکروبی تغییر می­کند و همچنین نسبت سیکلوپروپیل به پیش ماده منوانوئیک و کل اسید چرب اشباع به اسید چرب با یک پیوند دوگانه با افزایش عمق افزایش می­یابد. میکروب­هایی که در لایه­های پایین­تر زیست می­کنند نسبت به میکرب­های لایه سطحی منابع کربن محدودتری دارند. از طرف دیگر نشانگرهای زیستی اسید چرب فسفولیپید گروه­های مختلف میکروبی نشان داد که فراوانی نسبی باکتری­های گرم­مثبت و اکتینومیست با افزایش عمق زیاد می­شوند در حالی­که فراوانی نسبی باکتری­های گرم­منفی و قارچ­ها و پروتوزوآ در سطح بیشتر از عمق بود (Fierer et al., 2003).

در بررسی اسید چرب فسفولیپیدی در خاک­های پادزولی جنگل­های کاج سیبری روشن شد که زیست­توده میکروبی در لایه یک متری خاک با افزایش عمق به تدریج کاهش پیدا می­یابد. ضریب شباهت ساختار اسید چرب در خاک­های جنگلی و غیر جنگلی همان محل 85/0 بود (Evgrafova et al., 2008).

 

 

منابع

 

Aliasgharzad N, Molaei A, Oustan S (2011). Pollution induced community tolerance (PICT) of microorganisms in soil incubated with different levels of Pb. World Academy of Science, Engineering and Technology 60:1189-1193.

Aliasgharzad N, Saleh Rastin N, Towfighi H, Alizadeh A (2001). Occurrence of AMF in saline   soils of the Tabriz Plain of Iran in relation to some physical and chemical properties of soil. Mycorrhiza 11: 119-122.

Aliasgharzad N, Hajiboland  R, Olsson PA (2011). Lack of arbuscular mycorrhizal colonisation in tea (Camellia sinensis L.) plants cultivated in Northern Iran. Symbiosis 55:91–95.

Aliasgharzad N, Mårtensson LM, Olsson PA (2010). Acidification of a sandy grassland favours bacteria and disfavours fungal saprotrophs as estimated by fatty acid profiling. Soil Biology and Biochemistry 42: 1058-1064.

Allison VJ, Miller RM, Jastrow J D, Matamala R, Zak DR (2005). Changes in soil microbial community structure in tall grass prairie chronosequence. Soil Science Society of America Journal 69: 1412-1421.

Aslani Z, Hassani A, Rasouli-Sadaghiani MH, Sefidkon F, Barin M (2011). Effect of two arbuscular mycorrhizal fungi (Glomus mosseae, Glomus intraradices) on growth, chlorophyll content and phosphorus uptake by basil (Ocimum basilicum) under drought stress. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research 27: 471-486.

Aslani Z, Hassani A, Rasouli-Sadaghiani MH, Sefidkon F, Barin M, Gheibi SA (2009). Effect of Arbuscular mycorrhizal fungi on some physiological parameters ob Basil (Ocimum basilicum) under drought stress. Environmental Stresses in Agricultural Sciences 2: 109-118.

Baath E, Diaz-Ravina M, Frostegard A, Campbell CD (1998). Effect of metal-rich sludge amendments on the soil microbial community. Applied and Environmental Microbiology 64: 238–245.

Barin M, Rasouli Sadaghiani MH, RezaeiDanesh Y (2010). The effect of using organic matter and sulfur on decreasing chemical fertilizer application according to sustainable agriculture. International Soil Science Congress on “Management of Natural Resources to Sustain Soil Health and Quality”. May 26-28, 2010 Ondokuz Mayis University, Samsun, Turkey.

Barin M, Aliasgharzad N, Olsson PA, Moghaddam M, Rasoli-Sadaghiani MH (2013a). Assessing microbial community structure influenced by salinity and plant type by in cultivated soils and salt marshes of the Tabriz plain, using lipid biomarkers. Ph.D Thesis. Tabriz’S University, Tabriz, Iran.

Barin M, Aliasgharzad N, Olsson PA, Moghaddam M, Rasoli-Sadaghiani MH (2013b). Abundance of arbuscular mycorrhizal fungi in relation to soil salinity around Lake Urmia in northern Iran analyzed by use of lipid biomarkers and microscopy. Pedobiology 56: 225-232.

Barin M, Aliasgharzad N, Olsson PA, Moghaddam M, Rasoli-Sadaghiani MH (2015). alinity-induced differences in soil microbial communities around the hypersaline Lake Urmia. Soil Research  53: 494–504.

Barin M, Aliasgharzad N, Rasoli-Sadaghiani MH, Mohayegi M, Pouryosof H, Heydari-Rikani M (2014a). Assessing AM fungi using lipid biomarkers. 13th Iranian Soil Science Congress. Jan. 28-30, 2014. Shahid Chamran University of Ahvaz.

Barin M, Aliasgharzad N, Rasoli-Sadaghiani MH, Mohayegi M, Pouryosof H, Heydari-Rikani M (2014b). Assessing soil microbial community structure influenced by using phospholipid fatty acid profiles . 13th Iranian Soil Science Congress. Jan 28-30, 2014. Shahid Chamran University of Ahvaz.

Barin M, Aliasgharzad N, Samadi A (2006a). Effects of NaCl-induced and salts mixture salinity on leaf proline and growth of tomato in symbiosis with arbuscular mycorrhizal fungi. Iranian Journal of Agriculture Science 37: 139-147.

Barin M, Aliasgharzad N, Samadi A (2006b). Influece of mycorrhization on the mineral nutrition and yield of tomato under sodium chloride and salts mixture induced salinity levels. Iranian Journal of Soil Research 20: 94-105.

Barin M, Aliasgharzadeh N, Samadi A, Rasouli Sadaghiani MH (2008). Effects of  rbuscular mycorrhizal fungi on mineral composition and yield of tomato under salinity condition, EUROSOIL, Aug. 25-29, 2008. Vienna, Austria.

Bing-Ru L, Guo-Mei J, Jian C, Gang W (2006). A Review of Methods for Studying Microbial Diversity in Soils. Pedosphere l6: 18-24.

Boschker HTS, Middelburg JJ (2002). Stable isotopes and biomarkers in microbial ecology. FEMS Microbiology Ecology 40: 85-95.

Bossio DA, Scow KM (1998). Impacts of carbon and flooding on soil microbial communities: phospholipid fatty acid profiles and substrate utilization patterns. Microbial Ecology 35: 265–278.

Cardon ZG, Gage DJ (2006). Resource exchange in the rhizosphere: molecular tools and the microbial perspective. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics 37: 459–488.

Carney KM, Matson PA (2005). Plant communities, soil microorganisms, and soil carbon cycling: Does altering the world belowground matter to ecosystem functioning? Ecosystems 8: 928–940.

Córdova-Kreylos AL, Cao Y, Green PG, Hwang HM, Kuivila KM, Lamontagne MG, Van De Werfhorst LC, Holden PA, Scow KM (2006). Diversity, Composition, and Geographical Distribution of Microbial Communities in California Salt Marsh Sediments. Applied and Environmental Microbiology 72: 3357-3366.

Cordovilla MDP, Ligero F, Lluch C (1999). Effect of  salinity on growth,  nodulation  and  nitrogen  assimilation  in  nodules  of faba bean (Vicia faba L.). Applied Soil Ecology 11: 1–7.

DeGrood SH, Classens VP, Scow KM (2004). Microbial community composition on native and drastically disturbed serpentine soils. Soil Biology and Biochemistry 37: 1427-1435.

Denich TJ, Beaudette LA, Lee H, Trevors JT (2003). Effect of selected environmental and physico-chemical factors on bacterial cytoplasmatic membranes .Journal Microbiology Methods, 52: 149-182.

Edlund A, Nichols PD, Roffey R, White DC (1985). Extractable and lipopolysaccharide fatty acid and hydroxyl acid profiles from Desulfovibrio species. Journal Lipid Research 26: 982-988.

Evgrafova SY, Santruckova H, Shibistova OB, Elhottova D, Cerna B, Zrazhevskaya G K, Lloyd D (2008). Phospholipid Fatty Acid Composition of Microorganisms in Pine Forest Soils of Central Siberia. Biology Bulletin 35: 452–458.

Fierer N, Schimel JP, Holden PA (2003). Variations in microbial community composition through two soil depth profiles. Soil Biology and  Biochemistry 35: 167-176.

Frostegard A, Baath E, Tunlid A (1993). Shifts in the structure of soil microbial communities in limed forests as revealed by phospholipid fatty acid analysis. Soil Biology and  Biochemistry 25: 723-730.

Frostegård Å, Tunlid A, Bååth E (2011). Use and misuse of PLFA measurements in soils. Soil Biology and Biochemistry 43: 1621-1625.

Frostegård A, Bååth E (1996). The use of phospholipid fatty acid analysis to estimate bacterial and fungal biomass in soil. Biology and Fertility Soils 22: 59–65.

Frostegård Å, Tunlid A, Bååth E (1993). Phospholipid fatty acid composition, biomass and activity of microbial communities from two soil types experimentally exposed to different heavy metals. Applied and Environmental Microbiology 59: 3605-3617.

Frostegård Å, Tunlid A, Bååth E (1991). Microbial biomass measured as total lipid phosphate in soils of different organic content. Journal of Microbiological Methods 14: 151-163.

Gelsomino A, Keijzer-Wolters AC, Cacco G, van Elsas JD (1999). Assessment of bacterial community structure in soil by polymerase chain reaction and denaturing gradient gel electrophoresis. Journal of Microbiological Methods 38: 1–15.

Green CT, Scow KM (2000). Analysis of phospholipid fatty acids (PLFA) to characterize microbial communities in aquifers. Hydrogeology Journal 8:126–141.

Grifiths BS, Heckmann LH, Caul S, Thompson J, Scimgeor C, Krogh PH (2007). Varietal effects of eight paired lines of transgenic Bt maize and near-isogenic non-Bt maize on soil microbial and nematode community structure. Plant Biotechnology Journal 5: 60–68.

Guckert JB, Hood MA, White DC (1986). Phospholipids esterlinked fatty acid profile changes during nutrient deprivation of Vibrio cholerae: Increases in the ratio and proportions of cyclopropyl fatty acids. Applied and Environmental Microbiology 52: 794–801.

Hajiboland R, Aliasgharzad N, Mehrfar Z (2004). Ecological study of Azotobacter in two pastureland of the north-west Iran and its inoculation effect on growth and mineral nutrition of wheat plants. Journal of Science & Technology in Agriculture & Natural  Resources 8:75-90.

Hedlund K (2002). Soil microbial community structure in relation to vegetation management on former agricultural land. Soil Biology and Biochemistry 34: 1299–1307.

Hill GT, Mitkowski NA, Aldrich-Wolfe L, Emelea LR, Jurkonie DD, Ficke A, Maldonado-Ramirez S, Lynch ST, Nelson EB (2000). Methods for assessing the composition and diversity of soil microbial communities. Applied Soil Ecology 15: 25–36.

Hoyle F, Murphy D, Brookes P (2008). Microbial response to the addition of glucose in low-fertility soils. Biology and  Fertility Soils 44: 571-579.

Kaiser C, Frank A, Wild B, Koranda M, RichterA (2010). Negligible contribution from roots to soil-borne phospholipid fatty acid fungal biomarkers 18:2ω6,9 and 18:1ω9. Soil Biology and Biochemistry 42: 1650-1652.

Kang S (2005). Spatial structures of soil microbial communities and their Controlling factors. A Dissertation of Degree of Doctor of Philosophy. Faculty of Environmental Sciences, University of Virginia.

Kaur A, Chaudhary A, Kaur A, Choudhary R, Kaushik R (2005). Phospholipid fatty acid - A bioindicator of environment monitoring and assessment in soil ecosystem. Current Science  India. 89: 1103-1112.

Kazemalilou S, Rasouli Sadaghiani, MH, Khodaverdiloo, H. Barin M (2013). Soil cd contamination and evaluation of it’s effects on soil biological quality and plant growth. Soil appled research 1:24-40.

Kelly JJ, HaÈggblom M, Tate RL. (1999). Changes in soil microbial communities over time resulting from one time application of zinc: a laboratory microcosm study. Soil Biology and Biochemistry 31: 1455-1465.

Kerger B, Nichols PD, Antwortht CP, Sand W, Bock E, Coks JC, Langworthy TA, White DC (1986). Signature fatty acids in the polar lipids of acid-producing Thiobacilli: methoxy, cyclopropyl, alpha-hydroxy-cyclopropyl and branched and normal monoenoic fatty acids. FEMS Microbiology Ecology 38: 67-77

Kieft TL, Wilch E, Oconnor K, Ringelberg DB, White DC (1997). Survival and phospholipid fatty acid profiles of surface and subsurface bacteria in natural sediment microcosms. Applied and Environmental Microbiology 63: 1531–1542.

Kirk JL, Beaudette LA, Hart M, Moutoglis P, Klironomoms JN, Lee H,  Trevors T (2004). Methods of studying soil microbial diversity.  Journal of Microbiological Methods 58: 169-188.

Kucera JM, Dick RP (2008). PLFA profling of microbial community structure and seasonal shifts of a Douglas-fir chronosequence. Microbial Ecology 55: 500–511.

Langer U, Rinklebe J (2009). Lipid biomarkers for assessment of microbial communities in floodplain soils of the elbe river (Germany). Wetlands 29: 353–362.

  Molaei A, Aliasgharzad N, Oustan S ( 2012). Effect of different Pb levels on bacterial and fungal populations during soil incubation. Water and Soil Science 22: 173-182.

Mubyana-John T, Wutor VC, Yeboah SO, Ringrose S (2007). Fire and its influence on microbial community structure and soil biochemical properties in the Okavango Delta, Botswana. Scientific Research Essays 2: 47-54.

Olsson PA, Rahm J, Aliasgharzad N (2010). Carbon dynamics in mycorrhizal symbioses is linked to carbon costs and phosphorus benefits. FEMS Microbiology Ecology 72: 125-131.

Olsson PA (1999).Signature fatty acids provide tools for determination of the distribution and interactions of mycorrhizal fungi in soil. FEMS Microbiology Ecology 29: 303-310.

Oren A (1999). Bioenergetic aspects of halophilism. Microbiology and Molecular. Biological reviews 63: 334-348.

Pennanen T, Frostegård Å, Fritze H, Bååth E (1996). Phospholipid Fatty Acid Composition and Heavy Metal Tolerance of Soil Microbial Communities along Two Heavy Metal-Polluted Gradients. Applied and Environmental Microbiology 62: 420–428.

Piotrowska-Seget Z, Mrozik A (2003). Signature Lipid Biomarker (SLB) Analysis in Determining Changes in Community Structure of Soil Microorganisms. Journal of Environmental Studies  12: 669-675.

Poormazaheri H, Salehi Jouzani Gh, Khayam nekoui SM, Tabatabaei M, Maali Amiri R, Soheilivand S, Karimi E, Ghanavati H, Mirdamadian SH (2013). Evaluation of Some Native Bacteria Isolated From Composting Process. Iranian Journal of Agricultural Biotechnology 5:1-11.

Powlson DS, Brookes PC, Christensen BT (1987). Measurement of soil microbial biomass provides an early indication of changes in total soil organic matter due to straw incorporation. Soil Biology and Biochemistry 19: 159–164.

Rahmanian M, Khodaverdiloo H, Rasouli Sadaghiani MH, Rezaee Danesh Y  Barin M (2011). Consequence of Heavy Metal-Resistant Soil Microbes inoculation on growth as well as Pb and Cd Uptake of three pasture plants. Journal Science and Technology of Agriculture and Natural Resources. Water and Soil Science 15: 187-197.

Rahmanian M, Rezaee Danesh Y, Khodaverdiloo H, Rasouli Sadaghiani MH, Barin M (2012). Potential of indigenous microbes as helping agents for phyto-restoration of a Pb-contaminated soil. Caspian Journal of Environmental Sciences  10: 247-255

Ramsey PW, Rillig MC, Feris KP, Holben WE, Gannon JE (2006). Choice of methods for soil microbial community analysis: PLFA maximizes power compared to CLPP and PCR-based approaches. Pedobiologia 50: 275-280.

Rasouli-Sadaghiani MH, Hassani A, Barin M, Rezaee Danesh Y, Sefidkon F (2010). Effects of AM fungi on growth, essential oil production and nutrients uptake in basil. Journal of Medicinal Plants Research. 4: 2222-2228.

Russell NJ (1995). Psychrotrophy and adaptation to low temperatures:microbial membrane lipids. Proceedings of the 19th International Congress on Refrigeration. Workshop Refrigeration and Microbiology: Health, Food, Drinks and Flowers, vol. 1, pp. 359– 365.

Saleh-Rastin N, (2005). Sustainable management from the soil biological perspective. Necessity of industrial production of biological fertilizers in the country. Sana, Tehran, Iran. 2: 5-31.

Sarikhani MR, Malboobi MA, Ebrahimi M (2014).  Phosphate solubilizing bacteria: Isolation of Bacteria and Phosphate Solubilizing Genes, Mechanism and Genetics of Phosphate Solubilization.  Iranian Journal of Agricultural Biotechnology 6:77-110.

Shahbazi F, Aliasgharzad N, Ebrahimzad SA, Najafi N (2013). Geostatistical analysis for predicting soil biological maps under different scenarios of land use. European Journal of Soil Biology 55:20-27.

Steenwertha KL, Jacksona LE, Calderon FJ, Stromberg MR Scow KM (2003). Soil microbial community composition and land use history in cultivated and grassland ecosystems of coastal California. Soil Biology and Biochemistry 35: 489–500.

Velasco AG, Probanza A, Mañero FJG, Solano BR Lucas JA (2010). Characterization of the rhizosphere microbial community from different Arabidopsis thaliana genotypes using phospholipid fatty acids (PLFA) analysis. Plant and Soil 329: 315–325

Wardle DA, Bardgett RD, Klironomos JN (2004). Ecological linkages between aboveground and belowground biota. Science 304: 1629–1633.

Wichern J, Wichern F, Joergensen Rg (2006). Impact of salinity on soil microbial communities and the decomposition of maize in acidic soils. Geoderma, 137: 100-108.

Zahran HH (1997). Diversity, adaptation and activity of the bacterial  flora  in saline environments. Biology and Fertility of Soils 25: 211–223.

Zak DR, Holmes WE, White DC (2003). Plant diversity, soil microbial communities and ecosystem function: Are there any links?. Ecology 84: 2042–2050.

Zelles L (1999). Fatty acid patterns of phospholipids and lipopoly-saccharides in the characterization of microbial communities in soil: a review. Biology and Fertility of Soils 29: 111 –129.

Zornoza R, Guerrero C, Mataix-Solera J, Scow KM, Arcenegui V, Mataix-Beneyto, J (2009). Changes in soil microbial community structure following the abandonment of agricultural terraces in mountainous areas of Eastern Spain. Applied Soil Ecology 42: 315–323.

 

 

Using of lipid biomarkers for assessing soil microbial community structure

 

Barin M.1*, Aliasgharzad N.2, Rasoli-Sadaghiani M.H.3

1Assistant Professor, Urmia University, Urmia, Iran.

2Professor, Tabriz University, Tabriz, Iran.

3Associate Professor, Urmia University, Urmia, Iran.

 

Abstract

The ecological balance of microbial community (MC) is very important as an index of soil ecosystem health due to the pivotal and vital roles of MC. Microbial culture methods are suitable for this purpose because the majority of soil microorganisms unable to grow on synthetic media. DNA- based molecular analyses just provide microbial diversity data. Then a rapid method for the assessment of soil microbial community structure is using phospholipid fatty acid (PLFA) patterns (because they are degraded rapidly after cells death, by the action of phosphatases). Moreover, PLFA provide broad information dealing with microbial diversity, biomass and their nutritional - physiological status. Certain and specific PLFAs, viz. trans/cis ratio ( monounsaturated fatty acids (16:1w7t) to 16:1w7c), cy/pre ratio )cyclopropyl (cy17:0 + cy19:0) fatty acids to precursor (16:1ω7+18:1ω7 ) fatty acids, S/M ratio (saturated to monosaturated fatty acids), G-/G+ ratio (Gram negative bacteria to Gram positive bacteria fatty acids), F/B ratio (saprophytic fungi to bacterial fatty acids) were able as indicators of physiological or nutritional status in different environmental conditions, such as heavy metals polluted soils, changes in pH, depth changes drought, salinity, different agricultural managements and flooding are used for evaluation of soil microbial communities. The method of PLFA analysis in soil and determining microbial diversity, biomass and their physiological status are addressed here.

 

Keywords: PLFA, environmental stresses, environmental assessment, signature fatty acids, microbial community structure.

 

 


* نویسنده مسئول: محسن برین                        تلفن: 09141472433                                Email: barin.mohsen@yahoo.com

[1] - Denaturing Gradient Gel Electrophoresis (DGGE)

[2] - Temperature Gradient Gel Electrophoresis (TGGE)

[3] - Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism (T-RFLP)

[4] - Phospholipid fatty acids (PLFA)

[5]- Community Level Physiological Profiles (CLPP)

[6] Signature fatty acids

[7] Fatty acid metyl ester

[8] Precursor                                                                                                                                  

[9] Eutric Gleysol                                                                                                                                                                                    

* Corresponding Author: Barin M.                  Tel: 09141472433               Email: barin.mohsen@yahoo.com

مراجع

Aliasgharzad N, Molaei A, Oustan S (2011). Pollution induced community tolerance (PICT) of microorganisms in soil incubated with different levels of Pb. World Academy of Science, Engineering and Technology 60:1189-1193.
Aliasgharzad N, Saleh Rastin N, Towfighi H, Alizadeh A (2001). Occurrence of AMF in saline   soils of the Tabriz Plain of Iran in relation to some physical and chemical properties of soil. Mycorrhiza 11: 119-122.
Aliasgharzad N, Hajiboland  R, Olsson PA (2011). Lack of arbuscular mycorrhizal colonisation in tea (Camellia sinensis L.) plants cultivated in Northern Iran. Symbiosis 55:91–95.
Aliasgharzad N, Mårtensson LM, Olsson PA (2010). Acidification of a sandy grassland favours bacteria and disfavours fungal saprotrophs as estimated by fatty acid profiling. Soil Biology and Biochemistry 42: 1058-1064.
Allison VJ, Miller RM, Jastrow J D, Matamala R, Zak DR (2005). Changes in soil microbial community structure in tall grass prairie chronosequence. Soil Science Society of America Journal 69: 1412-1421.
Aslani Z, Hassani A, Rasouli-Sadaghiani MH, Sefidkon F, Barin M (2011). Effect of two arbuscular mycorrhizal fungi (Glomus mosseae, Glomus intraradices) on growth, chlorophyll content and phosphorus uptake by basil (Ocimum basilicum) under drought stress. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research 27: 471-486.
Aslani Z, Hassani A, Rasouli-Sadaghiani MH, Sefidkon F, Barin M, Gheibi SA (2009). Effect of Arbuscular mycorrhizal fungi on some physiological parameters ob Basil (Ocimum basilicum) under drought stress. Environmental Stresses in Agricultural Sciences 2: 109-118.
Baath E, Diaz-Ravina M, Frostegard A, Campbell CD (1998). Effect of metal-rich sludge amendments on the soil microbial community. Applied and Environmental Microbiology 64: 238–245.
Barin M, Rasouli Sadaghiani MH, RezaeiDanesh Y (2010). The effect of using organic matter and sulfur on decreasing chemical fertilizer application according to sustainable agriculture. International Soil Science Congress on “Management of Natural Resources to Sustain Soil Health and Quality”. May 26-28, 2010 Ondokuz Mayis University, Samsun, Turkey.
Barin M, Aliasgharzad N, Olsson PA, Moghaddam M, Rasoli-Sadaghiani MH (2013a). Assessing microbial community structure influenced by salinity and plant type by in cultivated soils and salt marshes of the Tabriz plain, using lipid biomarkers. Ph.D Thesis. Tabriz’S University, Tabriz, Iran.
Barin M, Aliasgharzad N, Olsson PA, Moghaddam M, Rasoli-Sadaghiani MH (2013b). Abundance of arbuscular mycorrhizal fungi in relation to soil salinity around Lake Urmia in northern Iran analyzed by use of lipid biomarkers and microscopy. Pedobiology 56: 225-232.
Barin M, Aliasgharzad N, Olsson PA, Moghaddam M, Rasoli-Sadaghiani MH (2015). alinity-induced differences in soil microbial communities around the hypersaline Lake Urmia. Soil Research  53: 494–504.
Barin M, Aliasgharzad N, Rasoli-Sadaghiani MH, Mohayegi M, Pouryosof H, Heydari-Rikani M (2014a). Assessing AM fungi using lipid biomarkers. 13th Iranian Soil Science Congress. Jan. 28-30, 2014. Shahid Chamran University of Ahvaz.
Barin M, Aliasgharzad N, Rasoli-Sadaghiani MH, Mohayegi M, Pouryosof H, Heydari-Rikani M (2014b). Assessing soil microbial community structure influenced by using phospholipid fatty acid profiles . 13th Iranian Soil Science Congress. Jan 28-30, 2014. Shahid Chamran University of Ahvaz.
Barin M, Aliasgharzad N, Samadi A (2006a). Effects of NaCl-induced and salts mixture salinity on leaf proline and growth of tomato in symbiosis with arbuscular mycorrhizal fungi. Iranian Journal of Agriculture Science 37: 139-147.
Barin M, Aliasgharzad N, Samadi A (2006b). Influece of mycorrhization on the mineral nutrition and yield of tomato under sodium chloride and salts mixture induced salinity levels. Iranian Journal of Soil Research 20: 94-105.
Barin M, Aliasgharzadeh N, Samadi A, Rasouli Sadaghiani MH (2008). Effects of  rbuscular mycorrhizal fungi on mineral composition and yield of tomato under salinity condition, EUROSOIL, Aug. 25-29, 2008. Vienna, Austria.
Bing-Ru L, Guo-Mei J, Jian C, Gang W (2006). A Review of Methods for Studying Microbial Diversity in Soils. Pedosphere l6: 18-24.
Boschker HTS, Middelburg JJ (2002). Stable isotopes and biomarkers in microbial ecology. FEMS Microbiology Ecology 40: 85-95.
Bossio DA, Scow KM (1998). Impacts of carbon and flooding on soil microbial communities: phospholipid fatty acid profiles and substrate utilization patterns. Microbial Ecology 35: 265–278.
Cardon ZG, Gage DJ (2006). Resource exchange in the rhizosphere: molecular tools and the microbial perspective. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics 37: 459–488.
Carney KM, Matson PA (2005). Plant communities, soil microorganisms, and soil carbon cycling: Does altering the world belowground matter to ecosystem functioning? Ecosystems 8: 928–940.
Córdova-Kreylos AL, Cao Y, Green PG, Hwang HM, Kuivila KM, Lamontagne MG, Van De Werfhorst LC, Holden PA, Scow KM (2006). Diversity, Composition, and Geographical Distribution of Microbial Communities in California Salt Marsh Sediments. Applied and Environmental Microbiology 72: 3357-3366.
Cordovilla MDP, Ligero F, Lluch C (1999). Effect of  salinity on growth,  nodulation  and  nitrogen  assimilation  in  nodules  of faba bean (Vicia faba L.). Applied Soil Ecology 11: 1–7.
DeGrood SH, Classens VP, Scow KM (2004). Microbial community composition on native and drastically disturbed serpentine soils. Soil Biology and Biochemistry 37: 1427-1435.
Denich TJ, Beaudette LA, Lee H, Trevors JT (2003). Effect of selected environmental and physico-chemical factors on bacterial cytoplasmatic membranes .Journal Microbiology Methods, 52: 149-182.
Edlund A, Nichols PD, Roffey R, White DC (1985). Extractable and lipopolysaccharide fatty acid and hydroxyl acid profiles from Desulfovibrio species. Journal Lipid Research 26: 982-988.
Evgrafova SY, Santruckova H, Shibistova OB, Elhottova D, Cerna B, Zrazhevskaya G K, Lloyd D (2008). Phospholipid Fatty Acid Composition of Microorganisms in Pine Forest Soils of Central Siberia. Biology Bulletin 35: 452–458.
Fierer N, Schimel JP, Holden PA (2003). Variations in microbial community composition through two soil depth profiles. Soil Biology and  Biochemistry 35: 167-176.
Frostegard A, Baath E, Tunlid A (1993). Shifts in the structure of soil microbial communities in limed forests as revealed by phospholipid fatty acid analysis. Soil Biology and  Biochemistry 25: 723-730.
Frostegård Å, Tunlid A, Bååth E (2011). Use and misuse of PLFA measurements in soils. Soil Biology and Biochemistry 43: 1621-1625.
Frostegård A, Bååth E (1996). The use of phospholipid fatty acid analysis to estimate bacterial and fungal biomass in soil. Biology and Fertility Soils 22: 59–65.
Frostegård Å, Tunlid A, Bååth E (1993). Phospholipid fatty acid composition, biomass and activity of microbial communities from two soil types experimentally exposed to different heavy metals. Applied and Environmental Microbiology 59: 3605-3617.
Frostegård Å, Tunlid A, Bååth E (1991). Microbial biomass measured as total lipid phosphate in soils of different organic content. Journal of Microbiological Methods 14: 151-163.
Gelsomino A, Keijzer-Wolters AC, Cacco G, van Elsas JD (1999). Assessment of bacterial community structure in soil by polymerase chain reaction and denaturing gradient gel electrophoresis. Journal of Microbiological Methods 38: 1–15.
Green CT, Scow KM (2000). Analysis of phospholipid fatty acids (PLFA) to characterize microbial communities in aquifers. Hydrogeology Journal 8:126–141.
Grifiths BS, Heckmann LH, Caul S, Thompson J, Scimgeor C, Krogh PH (2007). Varietal effects of eight paired lines of transgenic Bt maize and near-isogenic non-Bt maize on soil microbial and nematode community structure. Plant Biotechnology Journal 5: 60–68.
Guckert JB, Hood MA, White DC (1986). Phospholipids esterlinked fatty acid profile changes during nutrient deprivation of Vibrio cholerae: Increases in the ratio and proportions of cyclopropyl fatty acids. Applied and Environmental Microbiology 52: 794–801.
Hajiboland R, Aliasgharzad N, Mehrfar Z (2004). Ecological study of Azotobacter in two pastureland of the north-west Iran and its inoculation effect on growth and mineral nutrition of wheat plants. Journal of Science & Technology in Agriculture & Natural  Resources 8:75-90.
Hedlund K (2002). Soil microbial community structure in relation to vegetation management on former agricultural land. Soil Biology and Biochemistry 34: 1299–1307.
Hill GT, Mitkowski NA, Aldrich-Wolfe L, Emelea LR, Jurkonie DD, Ficke A, Maldonado-Ramirez S, Lynch ST, Nelson EB (2000). Methods for assessing the composition and diversity of soil microbial communities. Applied Soil Ecology 15: 25–36.
Hoyle F, Murphy D, Brookes P (2008). Microbial response to the addition of glucose in low-fertility soils. Biology and  Fertility Soils 44: 571-579.
Kaiser C, Frank A, Wild B, Koranda M, RichterA (2010). Negligible contribution from roots to soil-borne phospholipid fatty acid fungal biomarkers 18:2ω6,9 and 18:1ω9. Soil Biology and Biochemistry 42: 1650-1652.
Kang S (2005). Spatial structures of soil microbial communities and their Controlling factors. A Dissertation of Degree of Doctor of Philosophy. Faculty of Environmental Sciences, University of Virginia.
Kaur A, Chaudhary A, Kaur A, Choudhary R, Kaushik R (2005). Phospholipid fatty acid - A bioindicator of environment monitoring and assessment in soil ecosystem. Current Science  India. 89: 1103-1112.
Kazemalilou S, Rasouli Sadaghiani, MH, Khodaverdiloo, H. Barin M (2013). Soil cd contamination and evaluation of it’s effects on soil biological quality and plant growth. Soil appled research 1:24-40.
Kelly JJ, HaÈggblom M, Tate RL. (1999). Changes in soil microbial communities over time resulting from one time application of zinc: a laboratory microcosm study. Soil Biology and Biochemistry 31: 1455-1465.
Kerger B, Nichols PD, Antwortht CP, Sand W, Bock E, Coks JC, Langworthy TA, White DC (1986). Signature fatty acids in the polar lipids of acid-producing Thiobacilli: methoxy, cyclopropyl, alpha-hydroxy-cyclopropyl and branched and normal monoenoic fatty acids. FEMS Microbiology Ecology 38: 67-77
Kieft TL, Wilch E, Oconnor K, Ringelberg DB, White DC (1997). Survival and phospholipid fatty acid profiles of surface and subsurface bacteria in natural sediment microcosms. Applied and Environmental Microbiology 63: 1531–1542.
Kirk JL, Beaudette LA, Hart M, Moutoglis P, Klironomoms JN, Lee H,  Trevors T (2004). Methods of studying soil microbial diversity.  Journal of Microbiological Methods 58: 169-188.
Kucera JM, Dick RP (2008). PLFA profling of microbial community structure and seasonal shifts of a Douglas-fir chronosequence. Microbial Ecology 55: 500–511.
Langer U, Rinklebe J (2009). Lipid biomarkers for assessment of microbial communities in floodplain soils of the elbe river (Germany). Wetlands 29: 353–362.
  Molaei A, Aliasgharzad N, Oustan S ( 2012). Effect of different Pb levels on bacterial and fungal populations during soil incubation. Water and Soil Science 22: 173-182.
Mubyana-John T, Wutor VC, Yeboah SO, Ringrose S (2007). Fire and its influence on microbial community structure and soil biochemical properties in the Okavango Delta, Botswana. Scientific Research Essays 2: 47-54.
Olsson PA, Rahm J, Aliasgharzad N (2010). Carbon dynamics in mycorrhizal symbioses is linked to carbon costs and phosphorus benefits. FEMS Microbiology Ecology 72: 125-131.
Olsson PA (1999).Signature fatty acids provide tools for determination of the distribution and interactions of mycorrhizal fungi in soil. FEMS Microbiology Ecology 29: 303-310.
Oren A (1999). Bioenergetic aspects of halophilism. Microbiology and Molecular. Biological reviews 63: 334-348.
Pennanen T, Frostegård Å, Fritze H, Bååth E (1996). Phospholipid Fatty Acid Composition and Heavy Metal Tolerance of Soil Microbial Communities along Two Heavy Metal-Polluted Gradients. Applied and Environmental Microbiology 62: 420–428.
Piotrowska-Seget Z, Mrozik A (2003). Signature Lipid Biomarker (SLB) Analysis in Determining Changes in Community Structure of Soil Microorganisms. Journal of Environmental Studies  12: 669-675.
Poormazaheri H, Salehi Jouzani Gh, Khayam nekoui SM, Tabatabaei M, Maali Amiri R, Soheilivand S, Karimi E, Ghanavati H, Mirdamadian SH (2013). Evaluation of Some Native Bacteria Isolated From Composting Process. Iranian Journal of Agricultural Biotechnology 5:1-11.
Powlson DS, Brookes PC, Christensen BT (1987). Measurement of soil microbial biomass provides an early indication of changes in total soil organic matter due to straw incorporation. Soil Biology and Biochemistry 19: 159–164.
Rahmanian M, Khodaverdiloo H, Rasouli Sadaghiani MH, Rezaee Danesh Y  Barin M (2011). Consequence of Heavy Metal-Resistant Soil Microbes inoculation on growth as well as Pb and Cd Uptake of three pasture plants. Journal Science and Technology of Agriculture and Natural Resources. Water and Soil Science 15: 187-197.
Rahmanian M, Rezaee Danesh Y, Khodaverdiloo H, Rasouli Sadaghiani MH, Barin M (2012). Potential of indigenous microbes as helping agents for phyto-restoration of a Pb-contaminated soil. Caspian Journal of Environmental Sciences  10: 247-255
Ramsey PW, Rillig MC, Feris KP, Holben WE, Gannon JE (2006). Choice of methods for soil microbial community analysis: PLFA maximizes power compared to CLPP and PCR-based approaches. Pedobiologia 50: 275-280.
Rasouli-Sadaghiani MH, Hassani A, Barin M, Rezaee Danesh Y, Sefidkon F (2010). Effects of AM fungi on growth, essential oil production and nutrients uptake in basil. Journal of Medicinal Plants Research. 4: 2222-2228.
Russell NJ (1995). Psychrotrophy and adaptation to low temperatures:microbial membrane lipids. Proceedings of the 19th International Congress on Refrigeration. Workshop Refrigeration and Microbiology: Health, Food, Drinks and Flowers, vol. 1, pp. 359– 365.
Saleh-Rastin N, (2005). Sustainable management from the soil biological perspective. Necessity of industrial production of biological fertilizers in the country. Sana, Tehran, Iran. 2: 5-31.
Sarikhani MR, Malboobi MA, Ebrahimi M (2014).  Phosphate solubilizing bacteria: Isolation of Bacteria and Phosphate Solubilizing Genes, Mechanism and Genetics of Phosphate Solubilization.  Iranian Journal of Agricultural Biotechnology 6:77-110.
Shahbazi F, Aliasgharzad N, Ebrahimzad SA, Najafi N (2013). Geostatistical analysis for predicting soil biological maps under different scenarios of land use. European Journal of Soil Biology 55:20-27.
Steenwertha KL, Jacksona LE, Calderon FJ, Stromberg MR Scow KM (2003). Soil microbial community composition and land use history in cultivated and grassland ecosystems of coastal California. Soil Biology and Biochemistry 35: 489–500.
Velasco AG, Probanza A, Mañero FJG, Solano BR Lucas JA (2010). Characterization of the rhizosphere microbial community from different Arabidopsis thaliana genotypes using phospholipid fatty acids (PLFA) analysis. Plant and Soil 329: 315–325
Wardle DA, Bardgett RD, Klironomos JN (2004). Ecological linkages between aboveground and belowground biota. Science 304: 1629–1633.
Wichern J, Wichern F, Joergensen Rg (2006). Impact of salinity on soil microbial communities and the decomposition of maize in acidic soils. Geoderma, 137: 100-108.
Zahran HH (1997). Diversity, adaptation and activity of the bacterial  flora  in saline environments. Biology and Fertility of Soils 25: 211–223.
Zak DR, Holmes WE, White DC (2003). Plant diversity, soil microbial communities and ecosystem function: Are there any links?. Ecology 84: 2042–2050.
Zelles L (1999). Fatty acid patterns of phospholipids and lipopoly-saccharides in the characterization of microbial communities in soil: a review. Biology and Fertility of Soils 29: 111 –129.
Zornoza R, Guerrero C, Mataix-Solera J, Scow KM, Arcenegui V, Mataix-Beneyto, J (2009). Changes in soil microbial community structure following the abandonment of agricultural terraces in mountainous areas of Eastern Spain. Applied Soil Ecology 42: 315–323.
 

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار