ارزیابی بیان افتراقی ژن هموسپرمیدین سینتاز ۱ (HSS1) در بافت‌های مختلف گیاه دارویی زلف پیر (Senecio vulgaris L.)

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته کارشناسی ارشد بیوتکنولوژی، گروه علوم و زیست فناوری گیاهی، دانشکده علوم و فناوری زیستی، دانشگاه شهید بهشتی، تهران

2 استادیار، گروه علوم و زیست فناوری گیاهی، دانشکده علوم و فناوری زیستی، دانشگاه شهید بهشتی، تهران. ایران.

3 دانشیار، گروه علوم و زیست فناوری گیاهی، دانشکده علوم و فناوری زیستی، دانشگاه شهید بهشتی، تهران. ایران.

چکیده

هدف: اولین آنزیم مسیر اختصاصی بیوسنتز آلکالوئیدهای پیرولیزیدینی (PA)، هموسپرمیدین سینتاز (HSS) است. HSS انتقال NAD1 وابسته به یک گروه آمینوبوتیل اسپرمیدین را به پوترسین کاتالیز می­کند. پوترسین، اسپرمیدین و اسپرمین سه پلی‌آمینی هستند که بطور طبیعی دارای بار مثبت بوده و تقریبا در تمام سلول­های زنده یافت می‌شوند. این ترکیبات به DNA متصل شده و در تعدادی از فرآیندهای حیاتی مانند تقسیم سلولی، تمایز و عملکرد غشاء دخالت دارند. گزارش­های بسیار اندکی در مورد بیان ژن هموسپرمیدین سینتاز ۱ (HSS1) در گیاه دارویی زلف پیر (Senecio vulgaris) به خصوص در شرایط طبیعی گزارش شده است. هدف از پژوهش حاضر بررسی بیان ژن هموسپرمیدین سینتاز ۱ در بافت­های مختلف گیاه دارویی زلف پیر (S. vulgaris)با استفاده از PCR در زمان واقعی بود.
مواد و روش‌ها: RNA کل از ریشه‌ها، شاخساره‌ها (ساقه‌ها و برگ‌ها) و گل‌ها استخراج شد و به cDNA تبدیل شد. آغازگرهای اختصاصی برای ژن HSS1 و نیز برای Pol II(به عنوان ژن خانه­دار مرجع در آزمایش)، طراحی شد و بیان نسبی ژن با استفاده از روش پی سی آر در زمان واقعی بررسی شد.
نتایج: منحنی ذوب دو ژن نشان دهنده تکثیر اختصاصی در PCR بود. ارزیابی سطح بیان نرمال شده ژن HSS1 نشان داد که این ژن به صورت متفاوتی در اندام‌های مختلف S. vulgaris بیان شده است. حداکثر بیان نسبی (تغییرات بیش از 59 برابر نسبت به ژن مرجع Pol II) در ریشه­هایی که هموسپرمیدین سینتاز فعال است و هموسپرمیدین تولید می­شود مشاهده شد. علاوه بر آن این ژن در گل­ها نیز به میزان کمتری (افزایش ۴ برابر نسبت به ژن خانه‌دار Pol II). بیان شد. طبق انتظار، این ژن بیان نسبی قابل توجهی در شاخساره‌ها یعنی جایی که هموسپرمیدین حمل می­شود، نشان نداد.
نتیجه‌گیری: بیان ژن HSS1 در گیاه زلف پیر به صورت ویژه بافتی است و در ریشه‌ها بیشتر از دیگر بافت‌ها می‌باشد.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Evaluation of differential expression of homospermidine synthase (HSS1) gene in different tissues of medicinal plant Senecio vulgaris L

نویسندگان [English]

  • Hashem Marawene 1
  • Asadollah Ahmadikhah 2
  • Masoud Tohidfar 3
1 Department of Plant Sciences and Biotechnology, Faculty of Life Sciences and Biotechnology, Shahid Beheshti University, Tehran, Iran
2 Assistant Prof., Department of Plant Sciences and Biotechnology, Faculty of Life Sciences and Biotechnology, Shahid Beheshti University, Tehran, Iran
3 Associate Prof., Department of Plant Sciences and Biotechnology, Faculty of Life Sciences and Biotechnology, Shahid Beheshti University, Tehran, Iran
چکیده [English]

Objective
Homospermidine synthase (HSS) is the first enzyme in the specific pathway of pyrrolizidiene alkaloid (PA). HSS catalyzes the NAD1-dependent transfer of an aminobutyl group of spermidine to putrescine. Putrescine, spermidine and spermine are three polyamines which are naturally positively charged compounds found in virtually all living cells. These compounds bind to DNA and have been implicated in a number of crucial processes such as cell division, differentiation and membrane function. Very few studies on expression of homospermidine synthase gene in Senecio vulgaris, particularly in natural conditions have been reported. The objective of current research was to study homospermidine synthase gene expression in different tissues of S. vulgaris by real-time PCR.
 
Material and methods
The total RNA was extracted from roots, shoots (stems and leaves) and flowers, and was converted to cDNA. Specific primers were designed for HSS1 gene and also for the Pol II which was applied as a reference housekeeping gene in the experiment and expression level of HSS1 was assessed using real-time PCR.
 
Results
Melting curves of two genes showed the specificity of PCR amplification. Evaluation of normalized expression level of HSS1 gene showed that the gene was differentially expressed in different tissues of S. vulgaris. Maximum relative expression (>59-fold change relative to Pol II reference gene) was observed in roots where the homospermidine synthase is activated and homospermidine is produced. Interestingly, the gene is also expressed in flowers but with a lower extent (4-fold change relative to housekeeping Pol II gene). As expected the gene showed non-significant relative expression in shoots where the homospermidine is transported.
 
Conclusions
Expression of HSS1 gene in S. vulgaris is tissue-specific and is higher in the roots relative to other tissues.
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • Homospermidine synthase
  • Gene expression
  • Natural condition
  • Real-time PCR
  • Senecio vulgaris

مراجع

References
Aerts JL, Gonzales MI, Topalian SL (2004) Selection of appropriate control genes to assess expression of tumor antigens using real-time RT-PCR. Biotechniques 36, 84-97.
Akdogan G, Tufekci ED, Uranbey S, Unver, T (2016) miRNA-based drought regulation in wheat. Functional and Integrative Genomics 16, 221-233.
Al-Bader MD, Al-Sarraf HA (2005) Housekeeping gene expression during fetal brain development in the rat-validation by semi-quantitative RT-PCR. Devel Brain Res 156, 38-45.
Baker, HG (1974). The evolution of weeds. Ann Rev Ecol Systematics 5(1), 1-24.
Böttcher F, Adolph RD, Hartmann T (1993) Homospermidine synthase, the first pathway-specific enzyme in pyrrolizidine alkaloid biosynthesis. Phytochem 32, 679-689.
Chuaqui RF, Bonner RF, Best CJ et al. (2002) Post-analysis follow-up and validation of microarray experiments. Nat Genet 32, 509-514.
del Mar Romero M, del Mar Grasa M, Esteve M et al. (2007) Semiquantitative RT-PCR measurement of gene expression in rat tissues including a correction for varying cell size and number. Nutr Metabol 4, 26.
Dolan LC, Matulka RA, Burdock GA (2010) Naturally occurring food toxins. Toxins 2, 2289-2332.
Dündar E, Suakar Ö, Unver T, Dagdelen A (2013) Isolation and expression analysis of cDNAs that are associated with alternate bearing in Olea europaea L. cv. Ayvalık. BMC Genomics 14, 219.
Eren H, Pekmezci MY, Okay S et al. (2015) Hexaploid wheat (Triticum aestivum) root miRNome analysis in response to salt stress. Ann Appl Biol 167, 208-216.
Fu PP, Chou MW, Xia Q et al. (2001) Genotoxic pyrrolizidine alkaloids and pyrrolizidine alkaloid N-oxides—mechanisms leading to DNA adduct formation and tumorigenicity. J Environ Sci Health, Part C 19, 353-385.
Ginzinger DG (2002) Gene quantification using real-time quantitative PCR: an emerging technology hits the mainstream. Exp Hematol 30, 503-512.
Gurkok T, Turktas M, Parmaksiz I, Unver T (2015) Transcriptome profiling of alkaloid biosynthesis in elicitor induced opium poppy. Plant Mol Biol Rep 33, 673-688.
Hartmann T (1999) Chemical ecology of pyrrolizidine alkaloids. Planta 207, 483-495.
Hartmann T, Ehmke A, Eilert U et al. (1989) Sites of synthesis, translocation and accumulation of pyrrolizidine alkaloid N-oxides in Senecio vulgaris L. Planta 177, 98-107.
Hartmann T, Sander H, Adolph R, Toppel G (1988) Metabolic links between the biosynthesis of pyrrolizidine alkaloids and polyamines in root cultures of Senecio vulgaris. Planta 175, 82-90.
Hartmann T, Toppel G (1987) Senecionine N-oxide, the primary product of pyrrolizidine alkaloid biosynthesis in root cultures of Senecio vulgaris. Phytochem 26, 1639-1643.
Inal B, Türktaş M, Eren H et al. (2014) Genome-wide fungal stress responsive miRNA expression in wheat. Planta 240, 1287-1298.
Kaiser A (1999) Cloning and expression of a cDNA encoding homospermidine synthase from Senecio vulgaris (Asteraceae) in Escherichia coli. Plant J 19, 195-201.
Kempen HM, Graf J (1981) Weed seed production. Proc West Soc Weed Sci 34, 78-81.
Kumar R, Joyner RW (2003) Expression of protein phosphatases during postnatal development of rabbit heart. Mol Cell Biochem 245, 91-98.
Lutman PJW, Berry KJ, Freeman SE (2008) Seed production and subsequent seed germination of Senecio vulgaris (groundsel) grown alone or in autumn‐sown crops. Weed Res 48, 237-247.
Maroufi A, Van Bockstaele E, De Loose M (2010) Validation of reference genes for gene expression analysis in chicory (Cichorium intybus) using quantitative real-time PCR. BMC Mol Biol 11, 15.
Mattocks AR (1986) Chemistry and toxicology of pyrrolizidine alkaloids, Academic Press, London, UK, pp. 134-152.
Mitich LW (1995) Common groundsel (Senecio vulgaris). Weed Technol 9, 209-211.
Moritz DML, Kadereit JW (2001) The genetics of evolutionary change in Senecio vulgaris L.: a QTL mapping approach. Plant Biol 3, 544-552.
Nolan T, Hands RE, Bustin SA (2006) Quantification of mRNA using real-time RT-PCR. Nature Protocols 1, 1559-1582.
Ober D, Hartmann T (1999) Homospermidine synthase, the first pathway-specific enzyme of pyrrolizidine alkaloid biosynthesis, evolved from deoxyhypusine synthase. Proc Natl Acad Sci 96, 14777-14782.
Ollerton, J, & Lack, AJ (1992). Flowering phenology: an example of relaxation of natural selection? Trend Ecol Evol 7, 274-276.
Rasmussen S, Barah P, Suarez-Rodriguez MC et al. (2013) Transcriptome responses to combinations of stresses in Arabidopsis. Plant Physiol 161, 1783-1794.
Roberts HA (1982) Seasonal patterns of weed emergence. Proc. of Aspects of Applied Biology: broad-leaved weeds and their control in cereals. March 24-25, 1982. University of Warwick, England. pp. 321-322.
Robinson DE, O’Donovan JT, Sharma MP et al. (2003) The biology of Canadian weeds. 123. Senecio vulgaris L. Can J Plant Sci 83, 629-644.
Roeder E (1995) Medicinal plants in Europe containing pyrrolizidine alkaloids. Pharmazie 50: 83-98.
Roeder E, Wiedenfeld H (2013) Plants containing pyrrolizidine alkaloids used in the Traditional Indian Medicine–including Ayurveda. Die Pharmazie- Inter J Pharm Sci 68, 83-92.
Schulz M, Meins J, Diemert S et al. (2015) Detection of pyrrolizidine alkaloids in German licensed herbal medicinal teas. Phytomedicine 22, 648-656.
Shun T, Koluch J, Šantavý F (1960) Isolierung der alkaloide aus dem gemeinen kreuzkraut (Senecio vulgaris L.). Coll Czechoslovak Chem Com 25, 934-939.
Smith LW, Culvenor CCJ (1981) Plant sources of hepatotoxic pyrrolizidine alkaloids. J Nat Prod 44, 129-152.
Stegelmeier BL, Edgar JA, Colegate SM et al. (1999) Pyrrolizidine alkaloid plants, metabolism and toxicity. J Nat Toxins 8, 95-116.
Strati A, Markou A, Parisi C et al. (2011) Gene expression profile of circulating tumor cells in breast cancer by RT-qPCR. BMC Cancer 11, 422.
Tholl D, Ober D, Martin W et al. (1996) Purification, molecular cloning and expression in Escherichia coli of homospermidine synthase from Rhodopseudomonas viridis. FEBS J 240, 373-379.
Tombuloglu H, Ozcan I, Tombuloglu G et al. (2016) Aquaporins in boron-tolerant barley: identification, characterization, and expression analysis. Plant Mol Biol Rep 34, 374-386.
Toppel G, Witte L, Riebesehl B et al. (1987) Alkaloid patterns and biosynthetic capacity of root cultures from some pyrrolizidine alkaloid producing Senecio species. Plant Cell Rep 6, 466-469.
VanGuilder HD, Vrana KE, Freeman WM (2008) Twenty-five years of quantitative PCR for gene expression analysis. Biotechniques 44, 619.
Weiner J, Rosenmeier L, Massoni ES et al. (2009) Is reproductive allocation in Senecio vulgaris plastic? Botany 87, 475-481.
مجله بیوتکنولوژی کشاورزی
دوره 10، شماره 4 - شماره پیاپی 32
دوره 10 شماره 4
اسفند 1397
صفحه 134-146

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار