بهینه سازی تخلیص پروتئین نوترکیب خارج غشایی (OMP) باکتری عامل بیماری گرینینگ مرکبات

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه بیوتکنولوژی و ژنتیک مولکولی باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران

2 *نویسنده مسئول: دانشیار، گروه بیوتکنولوژی و ژنتیک مولکولی باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه هرمزگان، بندرعباس، ایران،

3 بخش تحقیقات ویروس‌شناسی گیاهی - موسسه تحقیقات گیاه‌پزشکی کشور، تهران، تهران

4 پژوهشگاه ملی مهندسی ژنتیک

چکیده

هدف: پروتئین خارج غشایی omp در سطح خارجی پیکره باکتری عامل بیماری گرینینگ مرکبات (Candidatus Liberibacter asiaticus) وجود دارد. پروتئین مذکور می تواند به عنوان آنتی‌ژن برای تولید انواع آنتی بادی های مونوکلونال و پلی کلونال مورد استفاده قرار گیرد. با این‌حال خالص‌سازی پروتئین‌های غشایی به دلیل وجود ساختارهای آب‌گریز با مشکلات فراوانی همراه می‌باشد. در این راستا، هدف از اجرای پژوهش حاضر، بهینه سازی استحصال و تخلیص پروتئین نوترکیب omp می باشد.
مواد و روش‌ها: از سازه بیانی باکتریایی pET28a حاوی ژن omp برای تولید نوترکیب این پروتئین استفاده شد. بیان ژن  omp در سویه Rosetta باکتری  E. coli صورت پذیرفت. با توجه به آبگریز بودن پروتئین omp، خالص سازی آن در شرایط واسرشته  مورد بررسی قرار گرفت. برای این منظور از غلظت‌های مختلف سدیم کلراید، اوره و گوانیدین هیدروکلراید در شرایط اسیدی pH  متفاوت استفاده گردید. به منظور دستیابی به پروتئین کاملا خالص نوترکیب، استحصال پروتئین از ژل پلی‌آکریل‌آمید با روش‌های مبتنی بر سونیکاسیون، شستشوی توسط انتشار و الکتروالوشن صورت پذیرفت. بررسی کمیت و کیفیت پروتئین های خالص شده با انجام الکتروفورز SDS-PAGE و محاسبه غلظت پروتئین با نرم افزار ImageJ  انجام گرفت. همچنین برای تایید ماهیت پروتئین خالص شده، آزمون وسترن بلات با استفاده از آنتی بادی های اختصاصی صورت پذیرفت.
نتایج: نتایج اولیه نشان داد که استفاده از غلظت 500 میلی‌مولار سدیم کلراید به عنوان یک جزء ضروری در بافرهای استخراج می‌باشد. همچنین استفاده از اوره به عنوان عامل دناتوره‌کننده کارایی دو برابری نسبت به گوانیدین هیدروکلراید در میزان پروتئین تخلیص شده داشت و بدین ترتیب بیشترین میزان پروتئین (450 میکروگرم در میلی‌لیتر) زمانی بدست آمد که غلظت 8 مولار اوره در اجزای بافری تخلیص گنجانده شد. علاوه بر این، نتایج مربوط به جداسازی باند پروتئین از ژل نشان داد که روش الکتروالوشن بهترین کارایی را در بازیابی و جداسازی پروتئین هدف از ماتریکس ژل در مقایسه با روش سونیکاسیون و شستشوی توسط انتشار داشت. نتایج آزمون الکتروفورز پروتئین حاکی از وجود یک پروتئین با اندازه 34 کیلو دالتون متناسب با وزن مولکولی پروتئین omp می باشد. آزمون وسترن بلات نیز موید ماهیت پروتئین نوترکیب در ممبران بود.
نتیجه‌گیری: مطالعه حاضر نشان داد که استفاده از اوره با غلظت 8 مولار، نمک سدیم کلراید با غلظت 500 میلی‌مولار به همراه تنظیم بافر الوشن روی (4) pH در مرحله تخلیص پروتئین می‌تواند به عنوان یک شرایط بهینه برای بدست آوردن بیشترین مقدار پروتئین هدف بکار رود.  همچنین، روش الکتروالوشن به عنوان روش کارآمد جهت استحصال باند پروتئینی از روی ژل آکریل‌آمید معرفی شد.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Optimizing purification processes of recombinant outer membrane protein (OMP) of Candidatus Liberibacter asiaticus causing agent of citrus greening

نویسندگان [English]

  • Hashem Kazemzadebeneh 1
  • Davood Samsampour 2
  • Mohammad Reza Safarnejad 3
  • Seyed Mehdi Alavi 4
1 Department of Horticulture Science, Biotechnology & Plant Molecular Genetic Section, University of Hormozgan, Bandar Abbas, Iran
2 Corresponding author. Associate Professor, Department of Horticulture Science, Biotechnology & Plant Molecular Genetic Section, University of Hormozgan, Bandar Abbas, Iran
3 Department of Plant viruses, Iranian Research Institute of Plant Protection, Agricultural Research Education and Extension Organization (AREEO), Tehran, Iran.
4 Associate Professor, Department of Plant Molecular Biotechnology, National Institute of Genetic Engineering and Biotechnology, Tehran, Iran
چکیده [English]

Objective
The omp (Outer membrane protein) protein located at outer surface of the bacterial membrane body agent citrus greening disease (Candidatus Liberibacter asiaticus). The mentioned-protein can be used as antigen for generating polyclonal and monoclonal antibodies. Therefore, the purification of membrane proteins is exposed to many problems due to presence of hydrophilic structure. The purpose of this study was optimizing recovery and purification of the recombinant omp protein.
Materials and Methods
The pET28a bacterial expression construct containing omp gene was used to recombinant production of the mentioned-protein. The omp gene expression was conducted in E. coli strain Rosetta-Gami2. With considering to be hydrophilic of omp protein, its purification was investigated under denature condition. To attain it, the different concentrations of NaCL, urea and guanidine at the different acidity pH condition was applied. To obtain the pure omp recombinant protein, the protein recovery from polyacrylamide gel was performed by methods based on elution by diffusion, sonication, and electroelution. The evaluation of quality and quantity purified protein was analyzed by SDS-PAGE and the protein concentration was calculated by ImageJ software. Also, to validate the purified proteins, Western blot was applied by specific antibody.
Results
Primary results showed that using the 500 mM NaCL was detected as an essential share in purification buffers. Also, using urea as denature agent had twice the efficiency on the quantity of purified protein more than guanidine hydrocholoride and thus, when 8 m urea supplemented in purification buffer, the highest purified protein was attained (450 µl/ml). Furthermore, the results related to recovery the single band of protein from gel indicated that the electroelution has highest efficient on recovery of the target protein from gel matrix compared to sonication and elution by diffusion methods. The results of SDS-PAGE confirmed to appear a protein with 34 kDa related to molecular weight of target protein. Western blot validated the recombinant protein in membrane. 
Conclusions
The current study showed that using urea in 8 M, NaCL in 500 mM concentration in purification buffers following adjusting the elution buffer on pH (4) in elution purification step can be apply as an optimized condition to attain the highest target protein concentration. Furthermore, electroelution method introduced as efficient method in order to recovery band of the target protein from polyacrylamide gel matrix.

کلیدواژه‌ها [English]

  • : Urea
  • Membrane protein
  • Protein purification
  • Guanidine hydrocholoride
  • Citrus greening
  • Recovery
 
Alibolandi, M, Mirzahoseini H (2001) Chemical assistance in refolding of bacterial inclusion bodies. Biochem Res Int Article ID 631607, 6 pages. doi:10.1155/2011/631607.
Asenjo J, Andrews BA (2009) Protein purification using chromatography: Selection of type, modelling and optimization of operating conditions. J Mol Recognit 22(2), 65-76.
Ausubel F, Brent R, Kingstone (1995) Current protocols in molecular biology.  New York, Wiley Interscience.
Babaie M (2020) Proteins separation and purification methods with focus on chromatography: A review study. Journal of Ardabil University of Medical Sciences 20 (2), 151-175 (In Persian).
Ballard J, Bryant A, Stevens D, Tweten RK (1992) Purification and characterization of the lethal toxin (alpha-toxin) of Clostridium septicum. Infect Immun 60, 784-790.
Cellier G. Redondo, C. Cubero J et al. (2020) Comparison of the performance of the main real-time and conventional PCR detection tests for ‘Candidatus Liberibacter’ spp., plant pathogenic bacteria causing the Huanglongbing disease in Citrus spp. Eur J Plant Pathol, https://doi.org/10.1007/s10658-020-02052-3.
Cho SH, Kil EJ, Cho S et al. (2020) Development of novel detection system for sweet potato leaf curl virus using recombinant scFv. Sci Rep 10, 8039.
Dasari Venkata RK (2009) Cloning, high expression and purification of recombinant human interferon β-1b in E. coli. Appl Biochem Biotechnol 158, 140-54.
Duong-Ly KC, Gabelli SB (2014) Using ion exchange chromatography to purify a recombinantly expressed protein. Meth Enzymol 541, 95-103.
Faghihi, M, Salehi M, Bagheri A, Izadpanah K (2009) First report of citrus huanglongbing disease on orange in Iran. Plant Pathol 58, 793 (Absract).
Gu Z, Zhu X, Ni S et al. (2003) Inhibition of aggregation by media selection, sample loading and elution in size exclusion chromatographic refolding of denatured bovine carbonic anhydrase B. J Biochem Biophys Methods 56, 165-175.
Harrington MG (1990) Elution of protein from gels. Meth. Enzymol 182, 488-495.
Hong Y, Luo Y, Yi J et al. (2019) Screening nested-PCR primer for ‘Candidatus Liberibacter asiaticus’ associated with citrus Huanglongbing and application in Hunan, China. PLoS ONE 14 (2), e0212020. https://doi.org/10.1371/journal.pone. 0212020.
Jungbauer A, Hahn R (2009) Ion-exchange chromatography. Methods Enzymol 463, 349-71.
Khushiramani R, Girisha SK, Karunasagar I (2007). Protective efficacy of recombinant OmpTS protein of Aeromonas hydrophila in Indian major carp.  Vaccine    25, 1157-1158.
Kurien BT, Scofield RH (2012) Extraction of proteins from gels-A brief review. Methods Mol Biol 869, 403-405.
Kyte J, Doolittle R (1982) A simple method for displaying the hydropathic character of a protein. J Mol Biol 157, 105-132.
Lei Z, Anand A, Mysore KS, Sumner LW (2007) Electroelution of intact proteins from SDS-PAGE gels and their subsequent MALDI-TOF MS analysis. Methods Mol Biol 355, 353-363.
Li GQ, Shao J, Guo CG et al. (2012) A simple monolithic column electroelution for protein recovery from gel electrophoresis. Analytical Biochemistry 430(1), 24-31.
Llompart B, Llop-Tous I, Marzabal P et al. (2010) Protein production from recombinant protein bodies. Process Biochem 45, 1816-1820.
Mahmood T, Yang PC (2012) Western blot: technique, theory, and trouble shooting. N Am J Med Sci 4(9), 429-434.
Mirhosseini SA, Latifi AM, Hosseini HM et al. (2019) The efficient solubilization and refolding of recombinant organophosphorus hydrolyses inclusion bodies produced in Escherichia coli. J Appl Biotechnol 6(1), 20-25.
Murray MG, Thompson WF (1980) Rapid isolation of high molecular weight plant DNA. Nucleic Acids Res 8, 4321-4325.
Retamal CA, Thiebaut P, Alves EW (1999) Protein purification from polyacrylamide gels by sonication extraction. Anal Biochem 268,15-20.
Upadhyay AK, Singh A, Mukherjee KJ, Panda AK (2014) Refolding and purification of recombinant L-asparaginase from inclusion bodies of E. coli into active tetrameric protein. Front Microbiol 15, 1-10.
Vahid R, Mohammad H, Shakeri F et al. (2011) Anti Clostridium septicum alpha toxin antibody. Journal of US-China Medical Science 8(1), 40-45.
Vallejo LF, Rinas U (2004) Strategies for the recovery of active proteins through refolding of bacterial inclusion body proteins. Microb Cell Factories 3 (11), 1-12.
Wang Y, van Oosterwijk N, Ali, AM (2017) A systematic protein refolding screen method using the DGR approach reveals that time and secondary TSA are essential variables. Sci Rep 9355, 1-10.
Yamaguchi H, Miyazaki M (2014) Refolding techniques for recovering biologically active recombinant proteins from inclusion bodies.  Biomolecules 4 (1), 235-251.